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UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN Procesamiento citológico y tisular UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN ÍNDICE 1. 2. 3. 4. 5. Fundamentos y mecanismos de coloración Coloraciones histológicas de conjunto Coloración para sustancias y para estudios neurohistológicos Tinciones para mi...

UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN Procesamiento citológico y tisular UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN ÍNDICE 1. 2. 3. 4. 5. Fundamentos y mecanismos de coloración Coloraciones histológicas de conjunto Coloración para sustancias y para estudios neurohistológicos Tinciones para microorganismos Contraste en microscopía electrónica UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN INTRODUCCIÓN UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN Objetivos Los objetivos de aprendizaje que se pretenden alcanzar con la visualización de los siguientes contenidos son: Objetivo 1 Estudiar los fundamentos generales de coloración y mecanismos Objetivo 2 Aprender las técnicas de coloración para la identificación de sustancias. Fijación Procesami ento Inclusión Corte Tinción UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 1. FUNDAMENTOS Y MECANISMOS DE COLORACIÓN Para estudiar al microscopio los tejidos, es necesario teñirlos - Suelen ser incoloros, salvo los que poseen pigmentos - El fundamento de cualquier método de tinción radica en la propiedad que poseen todos los tejidos para incorporar y fijar de modo variable diversas sustancias coloreadas, llamadas colorantes 1.1. Tipos de colorantes - Diversos componentes celulares presentan afinidad por colorantes, que pueden ser: Colorantes Naturales: se extraen de seres vivos (carmín, hematoxilina, safranina, orceína) Colorantes artificiales: derivados químicos de la anilina, sintetizados en laboratorio. UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 1. FUNDAMENTOS Y MECANISMOS DE COLORACIÓN 1.2 Naturaleza química de los colorantes ❑ Suelen ser hidrosolubles (necesario volver a hidratar muestra) ❑ Se caracterizan por unirse a ciertas moléculas por AFINIDAD QUÍMICA principalmente. ❑ Compuestos por ▪ Esqueleto incoloro ▪ Cromóforo: componente del colorante, que cuando absorbe luz UV o luz visible, añade nuevos grupos químicos a la molécula haciendo que pase al espectro visible. Es decir , la sustancia tienen moléculas que al absorber luz pasan a la zona del espectro visible. El color que vemos es el rayo de luz que rechaza. A veces, requieren la ayuda de un auxocromo que se une a componentes celulares intensificando el color, si no es suficiente con el cromóforo del colorante. UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 1. FUNDAMENTOS Y MECANISMOS DE COLORACIÓN 1.2 Naturaleza química de los colorantes Según del color que tiñen: Colorantes ortocromáticos: colorean las estructuras del mismo color que presenta el propio colorante (Azul de metileno Colorantes metacromáticos: colorean las estructuras de color diferente al que presenta el propio colorante. (Giemsa) Se pueden clasificar también según la naturaleza química del cromóforo (o auxocromo): ❖ Básicos: el cromóforo es básico y se une a componentes ácidos como el ADN. Como la Hematoxilina o el Azul de toluidina. ❖ Ácidos: el cromóforo es ácido y se une a componentes básicos como proteínas, por ejemplo la Eosina ❖ Neutros: tanto la proporción ácida como básica pueden aportar color. Ejemplo el Eosinato de azul de metileno ❖ Indiferentes: la unión al ligando es por procesos físicos y no químicos, se disuelven en ellos, ejemplo el colorante de Sudan se disuelve en lípidos. UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 1. FUNDAMENTOS Y MECANISMOS DE COLORACIÓN 1.3. Mecanismos generales de coloración Mecanismos de unión colorante-tejido según la vinculación molecular: Mecanismo físico: por disolución (solubilidad) e impregnación (adsorción) del colorante sobre el tejido. Mecanismo histoquímico: basado en el desarrollo de una reacción química entre el colorante y la estructura que es objeto de tinción, esta interacción produce un nuevo cromógeno responsable del color. Mecanismo fisicoquímico: vinculado a la formación de uniones intermoleculares por atracción electrostática (la propiedad que tienen las moléculas de carga eléctrica contraria de ligarse entre ellas) o por fuerza de tensión superficial responsables de la interacción molecular en los líquidos. UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 2. COLORACIONES HISTOLÓGICAS DE CONJUNTO Coloración de conjunto: Técnicas que tiñen el tejido en su totalidad o mayor parte Hematoxilina-eosina Más común Barata Gran poder de resolución Sencilla Azur-eosina-azul metileno (Giemsa) Azul celestina B Cromotropo 2R UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 2. COLORACIONES HISTOLÓGICAS DE CONJUNTO 2.1 Preparación del tejido Antes de teñir, hay que preparar el tejido: - Fijación: puede usarse tejido fijado en cualquier solución fijadora excepto aquellas que contienen tetróxido de osmio. - Hay que desparafinar el tejido: 1. Se introduce durante 3 minutos en estufa a 60ºC (Ablandar y mayor adhesión) 2. Dos baños rápidos en xilol, y un tercer baño en xilol algo más largo (3 a 5 minutos) Agitar suavemente (normalmente se realiza dentro del protocolo de tinción) - Hidratación: se hace pasar la muestra por una serie de concentración de alcoholes decrecientes hasta llegar finalmente a agua UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 2. COLORACIONES HISTOLÓGICAS DE CONJUNTO 2.2. Fundamentos, solventes y protocolos de la técnica hematoxilina-eosina Protocolo de tinción por hematoxilinaeosina La eosina es un colorante ácido: Carga eléctrica negativa, se une a sustancias acidófilas (básicas) con carga positiva, como las proteínas del citoplasma La hematoxilina es un colorante básico: Carga eléctrica positiva, se une a sustancias basófilas (ácidas) con carga negativa, como los ácidos nucleicos del núcleo celular UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 2. COLORACIONES HISTOLÓGICAS DE CONJUNTO 2.2. Fundamentos, solventes y protocolos de la técnica hematoxilina-eosina Solución de azulamiento: - Solución acuosa de amoniaco (al 2%) COLORACIONES HISTOLÓGICAS DE CONJUNTO PROTOCOLO DE TINCIÓN POR HEMATOXILINA-EOSINA UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 2. COLORACIONES HISTOLÓGICAS DE CONJUNTO 2.2. Fundamentos, solventes y protocolos de la técnica hematoxilina-eosina Protocolo de tinción por hematoxilina-eosina Pasos: 1. Estufa a 60º (Desparafinación) 2. Xilol (retiramos restos de parafina) 3. Tras el desparafinado, hidratar en sucesivos baños de alcohol de graduación decreciente (100º - 96º - 70º) 4. Baño en hematoxilina 🡪 coloración nuclear 5. Lavar con agua corriente 6. Retirar colorante en exceso en unión de baja afinidad mediante alcohol ácido (etanol ácido) 7. Viraje mediante solución de azulamiento → si no se emplea agua (Agua amoniacal, etc), lavar la solución posteriormente con agua corriente 8. Baño en eosina → breve, para que haya contraste entre los dos colorantes 9. Lavar en agua corriente (o alcohol 70º si es eosina alcohólica) para aclarar hasta alcanzar la intensidad deseada 10. Deshidratar para poder realizar el montaje 🡪 baños sucesivos en alcohol de graduación creciente y, finalmente, en xilol para retirar el alcohol UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 2. COLORACIONES HISTOLÓGICAS DE CONJUNTO Protocolo de la técnica de coloración Hematoxilina-eosina 2. COLORACIONES HISTOLÓGICAS DE CONJUNTO Protocolo de la técnica de coloración Hematoxilina-eosina Cambian pasos y/o tiempos dependiendo del colorante y del autor! 2. COLORACIONES HISTOLÓGICAS DE CONJUNTO Protocolo de la técnica de coloración Hematoxilina-eosina Cambian pasos y/o tiempos dependiendo del colorante y del autor! 2. COLORACIONES HISTOLÓGICAS DE CONJUNTO Protocolo de la técnica de coloración Hematoxilina-eosina UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 2. COLORACIONES HISTOLÓGICAS DE CONJUNTO 2.3 Montaje y conservación Montaje Tras la tinción, podemos conservar el corte indefinidamente para su estudio al microscopio Para ello I. Colocar una gota de bálsamo de Canadá o cualquier otra resina de montaje (Eukitt o DPX) sobre un extremo del corte II. Colocar con cuidado el cubreobjetos desde ese extremo, cuidando que no queden burbujas de aire III. Limpiar el exceso de resina IV. Dejar secar la resina 2.5. Valoración de resultados Fallos comunes en la tinción hematoxilina-eosina Defectos de fijación tisular Excesivo o escaso nivel de oxidación de la hemateína (derivado oxidado de la hematoxilina) Mal contraste entre los dos colorantes → a veces por hematoxilina vieja o usada UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 2. COLORACIONES HISTOLÓGICAS DE CONJUNTO 2.4 Características tintoriales de la hematoxilina-eosina - Núcleo celular: Azul - Citoplasma: Rosa - Musculatura: Rojo, rosa o fucsia - Glóbulos rojos: Rojos anarajando - Fibrina: Rosa UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 2. COLORACIONES HISTOLÓGICAS DE CONJUNTO Actividad Busca información sobre la tinción hematoxilina-eosina: - En que consiste - Porqué es la más utilizada - Tipos de hematoxilina y eosina existentes - Algún protocolo - Reactivos que se necesitan además de los colorantes para la tinción. - Fotos de resultados, explicación de la coloración de al menos una foto. UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 3. COLORACIONES PARA SUSTANCIAS Y PARA ESTUDIOS NEUROHISTOLÓGICOS 3.1 Colorantes para lípidos (técnicas de grasa) Colorantes para lípidos: Lípidos → insolubles en agua, solubles en disolventes orgánicos como acetona, alcohol… etc. Las técnicas habituales de tinción disuelven los lípidos, se requieren técnicas especiales Desde un punto de vista histoquímico, los lípidos se dividen en: Homofásicos ▪ Lípidos en estado puro ▪ Concentrados en una zona concreta de la célula ▪ Se usan técnicas como Sudán. Heterofásicos Lípidos mezclados con otras sustancias En glucolípidos, ésteres de colesterol… Se usan técnicas como PAS (periodic acid – Schiff reactive) 3. COLORACIONES PARA SUSTANCIAS Y PARA ESTUDIOS NEUROHISTOLÓGICOS 3.1 Colorantes para lípidos (técnicas de grasa) Colorantes para lípidos ❖ Sudán IV : Tiñe lípidos desde rojo intenso a naranja rojizo ❖ Sudán negro para lípidos: Núcleos y citoplasma de rojo Lípidos y mielina de negro ❖ Azul de Nilo o método de Lillie - Grasas neutras de rosa a rojo - Ácidos grasos de azul oscuro 3. COLORACIONES PARA SUSTANCIAS Y PARA ESTUDIOS NEUROHISTOLÓGICOS 3.2 Técnicas de coloración para el glucógeno Técnicas para el glucógeno: - Reserva energética inmediata del organismo - Presente especialmente en hígado (y músculo) ❑ Técnicas histoquímicas PAS. (ácido periódico-Reactivo de Shiff), PAS diastasa ❑ Técnicas no histoquímicas ❖ Carmín de Best ▪ Mecanismo de acción desconocido ▪ Exclusivo para detección de glucógeno ▪ Poco específico : se necesitan cortes control (puede colorear también moco) ▪ Núcleos de azul oscuro, glucógeno de rojo UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 3. COLORACIONES PARA SUSTANCIAS Y PARA ESTUDIOS NEUROHISTOLÓGICOS 3.3. Técnicas de coloración para mucina y fibrina Técnicas para mucina y fibrina: Mucinas epiteliales - Secreciones, producidas en exceso ante inflamaciones (por infecciones) o algunos carcinomas intestinales - Tienen mucopolisacáridos, ácidos ❖ Carmín de Mayer: Carmín tiene carga positiva (básico) : interactúa mediante fuerzas electrostáticas uniéndose al moco (ácido) Para detectar el origen de tumores primarios mucosecretores e infecciones de hongos encapsulados o Cryptococcus Mucina rosa, núcleos negros y fondo amarillo UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 3. COLORACIONES PARA SUSTANCIAS Y PARA ESTUDIOS NEUROHISTOLÓGICOS 3.3. Técnicas de coloración para mucina y fibrina Técnicas para mucina y fibrina Fibrina: - Proteína filamentosa derivada del fibrinógeno: efecto coagulante en sangre. Fibrinoide: - Deriva de la fibrina - Se observa en vasos sanguíneos (endotelio) en algunas enfermedades UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 3. COLORACIONES PARA SUSTANCIAS Y PARA ESTUDIOS NEUROHISTOLÓGICOS 3.3. Técnicas de coloración para mucina y fibrina Técnicas para mucina y fibrina Fibrina y fibrinoide se tiñen con: ▪ Eosina (rojo) ▪ Van Gieson (amarillo) ▪ PAS ▪ Hematoxilina ácida fosfotúngstica de Mallory ❖ Técnica de Weigert (solo fibrina) - Inespecífica: tiñe amiloide y queratina - Es una variante de la tinción de Gram Tiñe tejidos de rosa Tiñe bacterias Gram positivas y fibrina de azul UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 3. COLORACIONES PARA SUSTANCIAS Y PARA ESTUDIOS NEUROHISTOLÓGICOS 3.4. Técnicas de coloración de tejido conjuntivo Técnicas para tejido conjuntivo Tejido conjuntivo: entre otras, función estructural a. Fibras de colágeno Tinciones inmunohistoquímicas, normalmente tricrómicas ❖ Técnica de picro-fucsina de Van Gieson : por difusión selectiva Núcleos negruzcos (hematoxilina férrica) Citoplasmas amarillos (amarillo de metanilo o ácido pícrico) Fibras de colágeno rojas (fucsina ácida) → tiñe colágeno I b. Fibras elásticas UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 3. COLORACIONES PARA SUSTANCIAS Y PARA ESTUDIOS NEUROHISTOLÓGICOS 3.4. Técnicas de coloración de tejido conjuntivo Técnicas para tejido conjuntivo Tejido conjuntivo: entre otras, función estructural a. Fibras de colágeno b. Fibras elásticas (técnicas inmunohistoquímicas) ❖ Método de la orceína Selectiva pero no específica Estructuras tisulares marrón pálido Fibras elásticas castaño oscuro ❖ Método de la hematoxilina de Verhoeff Diferencia fibras colágenas de elásticas Fibras elásticas y núcleos negros Fibras de colágeno rojas Citoplasmas amarillos UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 3. COLORACIONES PARA SUSTANCIAS Y PARA ESTUDIOS NEUROHISTOLÓGICOS 3.5. Métodos para estudios neurohistológicos 3.5.1 Coloraciones no argénticas para tejido nervioso Métodos para estudios neurohistológicos (coloraciones no argénticas) Para neuronas o cuerpos de Nissl : Colorantes básicos ❖ Cresil violeta Anilina que se une a regiones basófilas de células nerviosas Para visualización de cuerpos de Nissl alrededor del núcleo:si hay pérdida, daño neuronal Para visualizar las células nerviosas de un tejido Cuerpos de Nissl y núcleos de violeta Células nerviosa de azul tenue ❖ Otros: azul de metileno, azul de toluidina y tionina UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 3. COLORACIONES PARA SUSTANCIAS Y PARA ESTUDIOS NEUROHISTOLÓGICOS 3.5. Métodos para estudios neurohistológicos Métodos para estudios neurohistológicos (coloraciones no argénticas) Para glía ❖ Hematoxilina ácida fosfotúngstica (PTAH) Para astrocitos (tipo de célula gliar) - Sirve para diagnosticar patologías del SNC relacionadas con astrocitos Para células de la glía en general Neurofibrillas y miofibrillas azul negruzco Axones azul pálido o negro Colágeno rojo Astrocitos rojo pálido ❖ Coloración de Holzer UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 3. COLORACIONES PARA SUSTANCIAS Y PARA ESTUDIOS NEUROHISTOLÓGICOS 3.5. Métodos para estudios neurohistológicos Métodos para estudios neurohistológicos (coloraciones no argénticas) Para vainas de mielina ❖ Luxol fast blue Para identificar patologías de la mielina (ejem. EM: Esclerosis múltiple) Presencia de lipoproteínas da carácter positivo al tejido Reacción ácido-base con formación de sales Vaina de mielina de azul Núcleo y cuerpos de Nissl de violeta UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 3. COLORACIONES PARA SUSTANCIAS Y PARA ESTUDIOS NEUROHISTOLÓGICOS 3.5. Métodos para estudios neurohistológicos Métodos para estudios neurohistológicos (coloraciones no argénticas) Para vainas de mielina ❖ Luxol fast blue Según el disolvente utilizado, cambia la especificidad del colorante Etanol: fosfatidilserina y lecitina Isopropanol: todos los fosfolípidos Metanol: no colorea Isobutanol: todos los fosfolípidos menos esfingomielina Cloroformo: esfingomielina UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 3. COLORACIONES PARA SUSTANCIAS Y PARA ESTUDIOS NEUROHISTOLÓGICOS 3.5. Métodos para estudios neurohistológicos Métodos de impregnación metálica para tejido nervioso Fundamentos empíricos: se descubrieron por ensayo y error Por tanto, muchas variantes La técnica depende del órgano a estudiar El tiempo de impregnación depende de los territorios (zonas) que se quieran visualizar ❖ Métodos de impregnación argéntica (con plata) para neurofibrillas Se impregna el tejido con una solución de sales de plata: - Nitrato de plata, complejos amonioargénticos o protargol Se reduce para provocar la precipitación de las sales sobre las neurofibrillas (mecanismo físico) UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 3. COLORACIONES PARA SUSTANCIAS Y PARA ESTUDIOS NEUROHISTOLÓGICOS 3.5. Métodos para estudios neurohistológicos Métodos de impregnación metálica para tejido nervioso ❖ Método de Bielschowsky para células nerviosas y sus prolongaciones Para el diagnóstico de Alzheimer Permite ver las placas seniles o neuríticas, propias del envejecimiento y que abundan en esta enfermedad Las placas seniles son núcleos amiloides rodeados de axones y dendritas Axones, dendritas y neurofibrillas negros Fondo amarillo o rosado Placas y amiloide vascular marrones UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 3. COLORACIONES PARA SUSTANCIAS Y PARA ESTUDIOS NEUROHISTOLÓGICOS 3.5. Métodos para estudios neurohistológicos Métodos de impregnación metálica para tejido nervioso Otros métodos ❖ Impregnación aúrica (oro) de Ramón y Cajal Para astrocitos fibrosos y protoplásmicos, de pardo negruzco ❖ La técnica de impregnación argéntica de Golgi: Tiñe neuronas, astroglía y microglía de negro UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 4. TINCIONES PARA MICROORGANISMOS ❖ Tinción de Gram Las bacterias se dividen en Gram positivas: Pared celular gruesa de proteínas y polisacáricos Gram negativas: Pared celular fina (+ capa de lipoproteínas externa) UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 4. ❖ TINCIONES PARA MICROORGANISMOS Tinción de Gram Proceso de tinción de Gram: 1. Se tiñe con cristal violeta y yodo (lugol) Tiñe las paredes celulares de violeta 2. Se destiñe con alcohol Las paredes celulares finas (Gram negativas) se decoloran antes El tiempo de decoloración debe ser suficiente para que se destiñan las Gram negativas, pero menos del necesario para que se destiñan las Gram positivas 3. Se tiñe con safranina Las paredes celulares decoloradas se tiñen de rojo, es decir las Gram - UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 4. TINCIONES PARA MICROORGANISMOS UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 4. TINCIONES PARA MICROORGANISMOS ❖ Ziehl-Neelsen y Acid-Fast Bacteria (modificación de Z-N) Para detectar Bacterias con pared celular ácido-alcohol resistente (BAAR) como Mycobacterium Bacterias con paredes celulares ácido-alcohol resistente por presencia de ácidos micólicos (ceras) Por esta característica no se pueden teñir con tinción de Gram La pared celular capta carbol-fucsina (violeta o rojizo)(colorantes básicos), pero resiste decoloración con alcohol ácido La tinción requiere calentamiento para que el colorante atraviese pared bacteriana (cérea) Las bacterias sin este tipo de pared celular, se decoloran. Son bacterias de este tipo: microbacterias endosporas, legionella, algunos parásitos (huevos de Tenia)… etc. UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 4. TINCIONES PARA MICROORGANISMOS ❖ Tinción con orceína Colorante natural de color rojo violáceo que se extrae de diversos líquenes con afinidad por Proteína asociadas a cobre Fibras elásticas: se tiñen de color marrón intenso frente al resto de estructuras tisulares, marrón claro Antígeno de superficie del virus de la hepatitis B. Ante infección por virus de hepatitis B: citoplasma de hepatocitos se tiñe de marrón UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 5. CONTRASTE EN MICROSCOPÍA ELECTRÓNICA Las ultraestructuras celulares poseen diferentes densidades Por retención desigual en función de las cargas electrostáticas las áreas más densas, ante sales de metales pesados, quedan más impregnadas Al microscopio electrónico, este diferencial de retención de sales se observa como un contraste de claros (poco impregnado) y oscuros (muy impregnado) NO HAY COLORES! Primer contraste se obtiene al refijar el tejido con tetróxido de osmio. Para el contrastado suplementario hay que tener en cuenta que: Se realiza con los cortes incluidos en resina tipo epoxi y no en metacrilato, con el que el tetróxido de osmio permite obtener contraste suficiente. En general, la impregnación se realiza por flotación de los cortes invertidos, previo montaje de estos en su correspondiente rejilla. Como agentes de contraste se utilizan el acetato de uranil-magnesio y el citrato de plomo (puede ser sustituido por acetato de plomo) https://www.youtube.com/watch?v=TfbOez7gHXA UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN 5. Puntos clave Por lo general, todos los tejidos de origen animal son incoloros salvo que contengan algún tipo de pigmento, adoptando así el color que aquel le proporciona. El fundamento de cualquier método de tinción radica en la propiedad que poseen todos los tejidos para incorporar y fijar de modo variable diversas sustancias coloreadas; a dichas sustancias se les llama colorantes. Existen múltiples técnicas que colorean en conjunto los tejidos. La principal es la coloración con hematoxilina-eosina, por ser la más utilizada en el laboratorio de anatomía patológica, poseer gran cantidad de resolución, ser económica (por tanto, eficiente) y además ser fácil de realizar. Las células de los tejidos tienen áreas de distinta densidad y al tratarlas con ciertas sales de metales pesados estas quedan desigualmente retenidas por las células en función de su carga electrostática. Por tanto, se hace mayor la impregnación de las estructuras más densas, ya que retiene en mayor proporción los átomos de metal pesado. UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN Puntos clave UNIDAD 4: APLICACIÓN DE TÉCNICAS DE TINCIÓN Referencias bibliográficas 44