4.Hematologia e Cardiologia.pdf

ifevet MÓDULOS 7 y 8: Hematología y Cardiología 1 ifevet Estructura y bene icios del postgrado El postgrado se estructura en módulos con...

ifevet MÓDULOS 7 y 8: Hematología y Cardiología 1 ifevet Estructura y bene icios del postgrado El postgrado se estructura en módulos con clase teórico-prácti- cas que permitirán al alumno avanzar en su práctica diaria. Al inalizar los módulos los alumnos recibirán la base teórica fundamental de las diferentes áreas de la medicina interna ca- nina y felina que le debe permitir aproximarse adecuadamente a casos clínicos de todas las áreas de la medicina interna. Para ello el postgrado se fundamenta en la realización, tanto en las clases teóricas como mediante un soporte digital, de casos clínicos que ayudarán a aplicar los conocimientos teóricos aprendidos.. 2 ifevet Hematología Ponentes: Luis Feo LV, Dipl ECVIM-CA (Medici- na interna) Formación Innovadora para tu día a día 3 ifevet Índice Anemias hemolíticas inmunomediadas en perros y gatos...................................................................................... 5 Deﬁnición y ﬁsiopatología de anemia hemolítica inmunomediada................................................................ 5 Presentación clínica............................................................................. 6 Diagnóstico............................................................................................ 6 Tratamiento........................................................................................... 8 Pronóstico.............................................................................................. 9 Bibliografía............................................................................................. 10 4 ifevet Anemias hemolíticas inmunomediadas en perros y gatos Por Luis Feo, Ldo. Vet. Diplomado ECVIM-CA (Medicina Interna) De inición y isiopatología de anemia hemolítica inmunomediada Anemia se deﬁne como una reducción del total de glóbulos rojos, hematocrito y hemoglobina. La anemia hemolítica inmunomediada (AHIM) es una enfermedad hematológica que se caracteriza por la destrucción prematura de glóbulos rojos mediante mecanismos inmunomediados. En función de que procesos desencadenen esta destrucción, las AHIM se clasiﬁcan como: Procesos no asociativos (antes conocidas como AHIM primarias). Procesos asociativos (AHIM secundarias). En ambos casos se trata de una reacción de hipersensibilidad de tipo II mediada por inmunoglobulinas (principalmente por IgG y en ocasiones por 5 ifevet IgM). En el caso de las AHIM no asociativas, el sistema inmunitario del animal produce anticuerpos sin una causa identiﬁcable. En perros, se estima que alrededor del 80% de los casos de AHIM son no asociativos. Con AHIM asociativas, la reacción inmunomediada es probablemente secundaria a una enfermedad subyacente. Entre las causas subyacentes existen enfermedades infecciosas, (tales como Ehrlichia, Babesia, Mycoplasma o Leishmania), reacciones secundarias a fármacos, o síndromes para- neoplásicos. Presentación clínica Las AHIM asociativas, al estar asociadas a otras enfermedades no tienen predisposición de raza, sexo o edad. Sin embargo, las AHIM no asociativas son más frecuentes, al igual que otros procesos inmunomediados, en hembras y de edad media (6 años). Existen algunas razas que diagnosticamos con mayor frecuencia, entre las que se encuentran: Cocker Spaniels, Spinger, Lhasa Apso, caniche y Shih Tzu. En gatos, aunque la edad media de presentación es inferior, unos dos años, no se ha demostrado predisposión de raza o sexo. Los signos clínicos de presentación en pacientes con AHIM suelen ser poco especíﬁcos y los podemos clasiﬁcar en dos grupos: Los asociados directamente a la disminución del hematocrito, tales como taquicardia, taquipnea o mucosas pálidas. O signos relacionados con la hemólisis, tales como ictericia o bilirrubinuria/hemoglobinuria. Signos clínicos inespecíﬁcos: apatía, ﬁebre en hasta el 50% de los casos y en el 30% de los pacientes veremos signos digestivos tales como anorexia, vómitos o diarreas. Diagnóstico Cuando una AHIM forma parte de nuestro diagnóstico diferencial, debemos tener en cuenta los siguientes puntos: 6 ifevet Por deﬁnición son procesos altamente regenerativos, si bien es cierto, la médula ósea puede tardar entre 2 y 5 días en iniciar una regeneración que podamos detectar a nivel de sangre periférica. Los marcadores de regeneración que vamos a emplear son: los reticulocitos, la policromasia y macrocitosis. El método más preciso para evaluar la regeneración y que usamos de forma más frecuente es el recuento de reticulocitos, que son células rojas inmaduras que no tiene núcleo pero si restos de ARN. La mayoría de equipos actuales realizan el contaje de forma automática (perros y gatos). En gatos, debemos tener en cuenta que existen dos tipos de reticulocitos: agregata (agudo), punctata (14-21 días en sangre periférica). Debemos demostrar que es un proceso de hemólisis inmunomediada, y esto lo basamos en la presencia de esferocitos, células fantasma, signos indirectos, test de aglutinación y test de Coombs. 1. Los esferocitos son eritrocitos parcialmente fagocitados que podemos observar en el frotis sanguíneo en forma de eritrocitos redondeados de pequeño tamaño y con ausencia de palidez central. Este hallazgo se restringe a la especie canina, ya que en gatos, por la morfología ﬁsiológica de sus glóbulos rojos, se hace imposible su detección. 2. Las células fantasmas también son el resultado de una hemólisis parcial del eritrocito, que mantiene el citoesqueleto. Para la detección de células fantasma, la muestra sanguínea debe ser fresca, ya que muestras almacenadas pueden dar artefactos que nos indiquen una falsa presencia de células fantasma. 3. Entre los signos indirectos más relevantes se encuetran los cambios en la coloración de la orina, secundarios a la presencia de bilirrubina, por una hemólisis extravascular, o cuando hay un exceso de hemoglobina libre secundario a una hemólisis intra-vascular. 4. Tanto el test de Coombs como la aglutinación son pruebas que empleamos para demostrar un origen inmunomediado de la hemólisis. El test de aglutinación es un proceso sencillo y económico que se puede realizar la clínica diaria. El test de Coombs usa anticuerpos especíﬁcos para detectar inmunoglobulinas. Es altamente especíﬁco pero moderadamente sensible. 7 ifevet A parte de las pruebas laboratoriales como hemograma completo con frotis sanguíneo, bioquímica completa y los test de aglutinación, en los pacientes con AHIM debemos realizar radiografías de tórax y ecografía abdominal para poder descartar otras patologías. Cualquier alteración en linfonodos u otros órganos deben ser puncionadas y remitidas a un patólogo clínico. Del mismo modo, y dependiendo del área geográﬁca en la que nos encontremos, el chequeo de enfermedades infecciosas es de vital importancia en estos pacientes. Tratamiento En cuanto al tratamiento hay distintos factores que tenemos que considerar: Si encontramos una causa subyacente y la sospecha es de un proceso asociativo, es de vital importancia tratar la causa principal. El paciente debe ser estabilizado, de forma habitual requerirán suplementación con oxigenoterapia y transfusiones, en ocasiones de forma repetida. Uno de los puntos fundamentales será la inmunosupresión. En este aspecto, se recomienda iniciar tratamiento, preferiblemente con prednisona o prednisolona en perros y prednisolona en gatos a dosis de 2-3 mg/ kg/24 horas. Es importante valorar el cálculo de dosis de una forma más ajustada en perros de tamaño grande, intentando no superar los 50 mg/ m2. En algunos casos, necesitaremos un segundo inmunosupresor (azatioprina, micofenolato, ciclosporina, leﬂunomida o clorambucilo). Existen diversas situaciones en las que debemos plantearnos añadir este segundo tratamiento y son: pacientes con signos muy severos, que dependen de transfusiones sanguíneas tras 7 días del inicio del tratamiento, pacientes en los que el hematocrito baja más del 5% estando en tratamiento con glucocorticoides, o pacientes que pueden tener efectos adversos derivados de la cortisona (por experiencias previas, o pacientes de gran tamaño). Estos fármacos pueden tardar de una a varias semanas en ser efectivos, no 8 ifevet tenemos evidencia de que el uso de uno de ellos sea superior a otro y debemos valorar que tienen una variación de respuesta entre individuos muy alta, por lo que si nuestro paciente no responde, podemos valorar otro fármaco inmunosupresor que tenga un mecanismo de acción distinto. Estos tratamientos serán largos, y la mayor parte de los pacientes estará con terapia inmunosupresora al menos de 4 a 8 meses. Trombopro ilaxis Los pacientes con AHIM a parte de encontrarse en un estado de hipercoagulabilidad por la patología, van a recibir altas dosis de glucocorticodes, lo que los hace estar en alto riesgo de trombosis. La formación de trombos, y especialmente los tromboembolismos pulmonares, son una de las principales causas de muerte en perros con AHIM. En gatos, aunque se han descrito casos, es mucho menos frecuente. Por ello, en perros, la tromboproﬁlaxis es un pilar fundamental del tratamiento. El uso de antiagregantes plaquetarios, como el clopidogrel o de inhibidores del factor X, como el rivaroxabán, son de uso habitual en pacientes con AHIM. Pronóstico La supervivencia varía en función de los estudios consultados entre el 50 y el 75%. La mayor tasa de mortalidad se concentra en las primeras dos semanas desde el diagnóstico de la enfermedad y están asociadas principalmente a la presencia de trombos, una respuesta insatisfactoria al tratamiento o limitaciones económicas por parte del propietario, y de forma menos frecuente asociado a daño renal o hepático agudo asociado a hipoxia y daño secundario a altas concentraciones de hemoglobina libre. A nivel de seguimiento, no podemos perder de vista que, en el caso de los perros 1 de cada 10 pueden recaer en un tiempo de hasta 5 años tras el diagnóstico. En gatos, este porcentaje es aún mayor, y hasta el 30% pueden recaer. Por lo que los seguimientos clínicos y la educación del cliente es fundamental para detectar de nuevo signos clínicos y posibles recaídas. 9 ifevet Bibliogra ía Garden, O. A., Kidd, L., Mexas, A. M., Chang, Y. M., Jeﬀery, U., Blois, S. L.,.& Szladovits, B. (2019). ACVIM consensus statement on the diagnosis of immunemediated hemolytic anemia in dogs and cats. Journal of veterinary internal medicine, 33(2), 313-334. Swann, J. W., Garden, O. A., Fellman, C. L., Glanemann, B., Goggs, R., LeVine, D. N., & Whitley, N. T. (2019). ACVIM consensus statement on the treatment of immune-mediated hemolytic anemia in dogs. Journal of veterinary internal medicine, 33(3), 1141-1172. Kohn, B., Weingart, C., Eckmann, V., Ottenjann, M., & Leibold, W. (2006). Primary immune-mediated hemolytic anemia in 19 cats: Diagnosis, therapy, and outcome (1998–2004). Journal of Veterinary Internal Medicine, 20(1), 159-166. Paes, G., Paepe, D., Veldeman, J., Campos, M., & Daminet, S. (2010). Immunemediated hemolytic anemia (IMHA) in cats, part 1: a review. Vlaams Diergeneeskundig Tijdschrift, 79(6), 415-423. Swann, J. W., Szladovits, B., & Glanemann, B. (2016). Demographic characteristics, survival and prognostic factors for mortality in cats with primary immune-mediated hemolytic anemia. Journal of veterinary internal medicine, 30(1), 147-156. Swann, J. W., & Skelly, B. J. (2015). Systematic review of prognostic factors for mortality in dogs with immune-mediated hemolytic anemia. Journal of veterinary internal medicine, 29(1), 7-13. Weinkle, T. K., Center, S. A., Randolph, J. F., Warner, K. L., Barr, S. C., & Erb, H. N. (2005). Evaluation of prognostic factors, survival rates, and treatment protocols for immune-mediated hemolytic anemia in dogs: 151 cases (1993– 2002). Journal of the American Veterinary Medical Association, 226(11), 1869- 1880. 10 ifevet Kidd, L., & Mackman, N. (2013). Prothrombotic mechanisms and anticoagulant therapy in dogs with immune-mediated hemolytic anemia. Journal of Veterinary Emergency and Critical Care, 23(1), 3-13. 11 ifevet Instituto de Formación en Especialidades Veterinarias Formación veterinaria innovadora para tu día a día ifevet Postgrado en Medicina Interna Módulos 7 y 8 ifevet.com y nos pondremos en contacto contigo. 103 ifevet MÓDULOS 7 y 8: Hematología y Cardiología 1 ifevet Estructura y bene icios del postgrado El postgrado se estructura en módulos con clase teórico-prácti- cas que permitirán al alumno avanzar en su práctica diaria. Al inalizar los módulos los alumnos recibirán la base teórica fundamental de las diferentes áreas de la medicina interna ca- nina y felina que le debe permitir aproximarse adecuadamente a casos clínicos de todas las áreas de la medicina interna. Para ello el postgrado se fundamenta en la realización, tanto en las clases teóricas como mediante un soporte digital, de casos clínicos que ayudarán a aplicar los conocimientos teóricos aprendidos.. 2 ifevet Hematología Ponentes: Luís Feo Ldo. Vet. Diplomado EC- VIM-CA (Medicina Interna) Formación Innovadora para tu día a día 3 ifevet Índice Anemias no regenerativas en perros y gatos.................................... 5 Conceptos básicos de anemia............................................................................. 5 Diagnósticos diferenciales más relevantes........................................................ 9 Estudio de medula ósea...................................................................................... 14 Bibliografía............................................................................................................ 22 4 ifevet Anemias no regenerativas en perros y gatos Por Luis Feo, Ldo. Vet. Diplomado ECVIM-CA (Medicina Interna) Conceptos básicos de anemia La deﬁnición de anemia implica un bajo contaje de glóbulos rojos (RBC), hemoglobina (Hgb) y/o hematocrito (Htc). Es importante tener presente los valores de referencia de cada especie e incluso las diferencias existentes en algunas razas. Pero, ¿Puede tener anemia un paciente con un valor de hematocrito dentro del rango de referencia? La respuesta es sí, y hay varios ejemplos que muestran la importancia de evaluar el hematocrito en su contexto clínico para su correcta interpretación: Según varios estudios realizados en galgos, pueden tener un rango de referencia de hematocrito entre 45-71%. Por tanto, valores de hematocrito inferiores a 45% podrían considerarse anémicos. Generalmente el hematocrito es un valor muy estable durante la vida de un paciente y las variaciones diarias son pequeñas. Por lo tanto, puede ser de gran ayuda evaluar analíticas previas y tener ese valor como referencia para ese paciente en concreto. El hematocrito reﬂeja de forma adecuada la concentración de eritrocitos y la hemoglobina si el VCM y MCHC se encuentran dentro de valores de 5 ifevet referencia. Por lo tanto, podemos encontrarnos algunos casos en los que no haya concordancia con los valores de Htc, Hgb y RBC. La deﬁnición de anemia no regenerativa implica la ausencia de reticulocitosis. En perros los reticulocitos se elevan a los 3-4 días del inicio del evento y su pico producción es de 7-10 días. En gatos encontramos 2 tipos de reticulocitos. Los reticulocitos agregata, que suelen tener un pico a los 4 días del inicio del insulto y suelen disminuir a los 9 días. **Los agregatas serán de mayor relevancia para evaluar si un gato presenta una regeneración adecuada y efectiva. Los reticulocitos puntata presentan un pico en su elevación a los 9 días, llegando a normalizarse a los 21 días. Estos no suelen correlacionarse con la adecuada regeneración. En términos generales, los perros suelen tener una mayor capacidad de regeneración y por tanto, los contajes de reticulocitos son mayores. Mientras que, los gatos presentan una menor capacidad de regeneración y contajes de reticulocitos menores. En el hemograma y frotis sanguíneo podemos evaluar algunos indicadores de regeneración que a veces suceden antes del aumento de reticulocitos como son: macrocitosis, hipocromasia, anisocitosis, cuerpos de Howell-Jolly, rubricitosis, codocitos, eritrocitos nucleados. Se recomienda acceder al link para una mayor descripción: https://eclinpath.com/hematology/morphologic-features/red-blood-cells/quick-guide/ En algunas ocasiones se produce un aumento del Htc con ausencia de reticulocitos debido a que se produce la maduración de los eritrocitos en médula ósea antes de ser liberados en periferia. A la hora de abordar un caso de anemia es fundamental tener muy presente la clasiﬁcación completa de las anemias y sus posibles diagnósticos diferenciales (Algoritmo 1 y 2): 6 ifevet Algoritmo 1 7 ifevet Algoritmo 2 Una vez que tengamos claro que nos encontramos frente un paciente con anemia no regenerativa es importante tener presente que el grado de anemia (Tabla 1) ya que puede ayudarnos a encaminar nuestro diagnóstico (Algoritmo 3). 8 ifevet Tabla 1 Algoritmo 3 Diagnósticos diferenciales más relevantes Anemias no regenerativas debido a enfermedades in lamatorias Hay múltiples enfermedades de origen inﬂamatorio que pueden causar una anemia no regenerativa. Generalmente en perros suele ser de leve a moderada mientras que en gatos puede ser de leve a severa. Estas anemias pueden ocurrir en procesos inﬂamatorios tanto agudos como crónicos. La patogénesis suele ser: Una reducción de la vida media de los glóbulos rojos. La inhibición del metabolismo del hierro. Alteración de la respuesta de la médula ósea a la eritropoyetina. 9 ifevet Los glóbulos rojos felinos tienen una supervivencia media de 73 días, más corta que la de los perros, que es de 100-115 días. Este hecho es probable que tenga una implicación en la evolución clínica y la mayor severidad de la anemia en algunos gatos. Anemias no regenerativas en perros y gatos con enfermedad renal crónica (CKD) La anemia es frecuente en perros y gatos con CKD, aunque su magnitud suele ser leve hasta estadios avanzados donde puede ser de moderada a severa. Generalmente son anemias normocíticas normocrómicas. La causa principal de estas anemias es una inadecuada secreción de EPO por el riñón. Aunque otras causas relevantes son una disminución de la vida media de un eritrocito, una respuesta inadecuada de la medula ósea al EPO y sangrados digestivos. Hipoplasia o aplasia de múltiples linajes celulares Hay múltiples enfermedades que pueden producir una bicitopenia o pancitopenia, aunque las principales a tener en cuenta son: Anemia aplásica. Septicemias (bacterianas, fúngicas o parasitarias)**. Tóxicos (quimioterápicos, estrógenos, etc.)**. Mieloptisis: Neoplasias linfoproliferativas (linfoides o plasmáticas)**. Metastasis (carcinomas o sarcomas). Mieloﬁbrosis (idiopática). Leucemia aleucémica. **más frecuentes. 10 ifevet Hipoplasia eritroide o eritropoyesis inefectiva La hipoplasia eritroide o eritropoyesis inefectiva se asocia a múltiples patologías, siendo los procesos inmunomediados los más frecuentes junto con FeLV en gatos. Los principales grupos de enfermedades son: Anemia inmunomediada no regenerativa o Anemia imnunomediada de precursores (PIMAs)**. Pure red cell Aplasia (Aplasia pura de células rojas). Hipoplasia eritroide inducida por FeLV **. Deﬁciencias nutricionales: Deﬁciencias de hierro. Deﬁciencias de cobre. Deﬁciencias de folato y cobalamina. Deﬁciencia de VitB6. Endocrino Hipotiroidismo **. Hipoadrenocorticismo **. Hiperestrogenismo (Tumor de células de Sertoli, tumores de la granulosa o administración de estrógenos. Enfermedad o insuﬁciencia hepática **. **más frecuentes. Dentro de esta categoría de hipoplasias o eritropoyesis inefectivas destacaremos las principales enfermedades: 11 ifevet Anemias por de iciencia de hierro Generalmente se asocian a pérdidas crónicas de sangre: Pérdidas gastrointestinales (GIT) o urinarias Parasitosis cutáneas (pulgas) o GIT Neonatos (dietas lácteas bajas en Fe) En la mayoría de ocasiones presentan anemias microcíticas hipocrómicas (con trombocitosis). El contaje de reticulocitos es variable y oscila entre no regenerativa o levemente regenerativa. También pueden presentar una disminución de la concentración de hemoglobina del reticulocito (CHr) o del volumen corpuscular medio del reticulocito (VCMr). Generalmente si evaluamos su médula ósea encontramos una hiperplasia eritroide con maduración inefectiva. Otros indicadores que podemos utilizar para su diagnóstico son la hipoferremia, disminución del Fe en zonas de almacenaje (MO) y baja Ferritina. Anemias inmunomediadas NO regenerativas o anemias inmunomediadas hacia precursores (PIMAs) En términos generales, son anemias no regenerativas de moderadas a severas. Suelen presentar rubifagocitosis en médula ósea y por tanto una destrucción de glóbulos rojos progenitores sin presentar signos de destrucción de glóbulos rojos en periferia. Aunque en un estudio reciente, el 60% de estos pacientes acaban presentando criterios de anemia hemolítica inmunomediada (AHIM) en periferia con el tiempo. Por lo tanto, es posible que AHIM, PIMA e incluso PRCA sean un proceso inmunomediado con diferente presentación o afectación de un diferente progenitor del glóbulo rojo. Los signos clínicos más frecuentes son apatía, sincopes, debilidad, pérdida de peso o pica. Algunas características de su presentación: Signos clínicos de AGUDOS a CRONICOS (de días a semanas). Hematocritos bajos (12-17%) aunque pueden ser muy variables. 12 ifevet Aglutinación positiva hasta 50% de los casos. Esferocitos hasta 20% de los casos. Infrecuentemente hay otras citopenias. Evaluación de Medula ósea: Rubrifagocitosis (90% de los casos). Afectación o parada de precursores eritroides tempranos (28%), intermedios (6%) o tardíos (66% de los casos). Hiperplasia eritroide (56% de los casos). Mieloﬁbrosis (36% de los casos). Los tratamientos de anemias inmunomediadas no regenerativas: La mayoría de pacientes requieren una transfusión durante la hospitalización o durante el primer mes para poder estabilizarlos. Tratamiento inmunosupresor múltiple en la mayoría de ocasiones (prednisona + segundo inmunosupresor) La respuesta al tratamiento, a diferencia de las AHIM, requiere de más tiempo llegando de ser de semanas a meses. Existe un riesgo bajo de tromboembolismo a diferencia a AHIM, aunque en la mayoría de casos se recomienda su administración. En la Tabla 2 se adjuntan la lista de los principales inmunosupresores en perros y gatos. El clorambucilo, tanto en perros como en gatos puede ser una opción adecuada en el manejo de anemias inmunomediadas, aunque esta más ampliamente evaluada en gatos. 13 ifevet Cabe recordad que no se recomienda la utilización de azatioprina en gatos. Aplasia pura de glóbulos rojos (PRCA) La presentación clínica es muy similar a casos de PIMA u otras anemias no regenerativas inmunomediadas, aunque los hallazgos diferenciales se encuentran en médula ósea, donde se aprecia una hipoplasia o aplasia de serie la serie roja sin afectaciones de otras líneas celulares. Esta enfermedad esta descrita tanto en perros como en gatos. Su tratamiento es similar a otros procesos inmunomediados hematógenos, aunque la respuesta clínica, a diferencia de las AHIMs, requiere de más tiempo. Estudio de medula ósea La citología y la biopsia de médula ósea son estudios complementarios, por lo que se deben realizar ambos procedimientos de forma simultánea. Mientras la citología aporta una mejor información sobre la morfología celular individual, la biopsia aporta más información sobre la arquitectura histológica. Es necesario realizar un hemograma completo el mismo día para poder comparar las poblaciones celulares periféricas y medulares. Material necesario (ver Foto 1): Paños y guantes estériles 14 ifevet Hoja de bisturí Aguja de biopsia Jeringas 10 ml Heparina sódica Placa de Petri Capilares de microhematocrito Portaobjetos Tubos EDTA Envases biopsia Foto 1 Las agujas pueden ser de múltiples tamaños en función del paciente: 13G para gatos y perros pequeños. 11G para perros grandes. 15 ifevet 16G para cachorros. 8G para perros gigantes. Las agujas están formadas por dos estructuras: una aguja hueca en la que se introduce un estilete que sirve de ﬁador. La localización de la muestra de médula ósea puede ser: Fosa trocantérica del fémur Tubérculo mayor del húmero Cresta iliaca Si sólo queremos citología podemos realizarla de la unión costo-condral aunque la muestra suele ser de peor calidad y no se puede obtener biopsia. La preparación del paciente requiere: Anestesia general. Es un proceso que puede ser doloroso. Colocamos al paciente en decúbito lateral (Foto 2), de manera que la extremidad a muestrear quede dorsal. Para facilitar el manejo y la toma de muestras, es ideal elegir la extremidad del mismo lado que la mano dominante del operador. Preparamos asépticamente la zona proximal del húmero a muestrear (rasurado, limpieza aséptica y colocación de paños estériles). 16 ifevet Foto 2 Con la mano no dominante, sujetamos la extremidad desde el extremo distal del húmero, realizando ﬂexión y rotación externa del hombro (Foto 3 y 4). Realizamos una incisión cutánea de aproximadamente 0,5 cm encima del aspecto lateral del tubérculo mayor del húmero, evitando siempre la articulación escápulo-humeral. Colocamos la aguja en el aspecto lateral del tubérculo mayor. La angulación respecto al húmero cambia ligeramente en función del tamaño del perro o gato (Foto 5). Introducir la aguja mediante movimientos de rotación, hasta notar un cambio en la textura del tejido. En este punto, tenemos que notar que la aguja queda ﬁrmemente anclada en el hueso. 17 ifevet Foto 3 Foto 4 18 ifevet Foto 5 Retiramos el estilete y colocamos la jeringa en el oriﬁcio de la aguja. Aspiramos rápidamente hasta obtener la muestra (1 - 2 ml) (Foto 6). Colocamos parte de la muestra en la placa de petri. El resto de la muestre puede guardarse en un tubo de EDTA. 19 ifevet Foto 6 Mediante un sutil zarandeo de la placa de petri, buscamos la presencia de espículas de médula ósea (Foto 7). Con un capilar de microhematocrito, recolectamos las espículas y las colocamos en distintos portaobjetos, y extendemos la muestra (Foto 8). Al menos 8 citologías. 20 ifevet Foto 7 Foto 8 Con la misma aguja (sin el estilete), nos colocamos próximos al oriﬁcio anterior, orientándola con la misma angulación. Empezamos a introducir la aguja mediante movimientos de rotación hacia un mismo lado, hasta notar un cambio en la textura del hueso (1 - 2 cm). Se deben realizar movimientos horizontales para intentar desanclar el núcleo. Retiramos lentamente con movimientos de rotación hacia el mismo lado hasta retirar del todo la aguja. Con una cánula metálica, empujamos el núcleo y lo sacamos por el oriﬁcio distal de la aguja. Con cuidadosa manipulación, colocamos la muestra de biopsia en un envase de muestras con formol. Cerramos la incisión con grapas quirúrgicas. Las complicaciones son infrecuentes, reportándose en alrededor del 14% de los casos. El dolor es la complicación más común y los hematomas la segunda más frecuente. Las fractura u osteomielitis son MUY infrecuentes. 21 ifevet Bibliogra ía Garden, O. A., Kidd, L., Mexas, A. M., Chang, Y. M., Jeﬀery, U., Blois, S. L.,... & Szladovits, B. (2019). ACVIM consensus statement on the diagnosis of immunemediated hemolytic anemia in dogs and cats. Journal of veterinary internal medicine, 33(2), 313-334. Swann, J. W., Garden, O. A., Fellman, C. L., Glanemann, B., Goggs, R., LeVine, D. N.,... & Whitley, N. T. (2019). ACVIM consensus statement on the treatment of immunemediated hemolytic anemia in dogs. Journal of veterinary internal medicine, 33(3), 1141-1172. Olson, S. W. & Hohenhaus, A. E. Feline non-regenerative anemia: Diagnostic and treatment recommendations. J Feline Med Surg 21, 615–631 (2019). Paes, G., Paepe, D., Veldeman, J., Campos, M., & Daminet, S. (2010). Immunemediated hemolytic anemia (IMHA) in cats, part 1: a review. Vlaams Diergeneeskundig Tijdschrift, 79(6), 415-423. Woolhead, V. L., Szladovits, B., Chan, A., Swann, J. W. & Glanemann, B. Breed predispositions, clinical ﬁndings, and prognostic factors for death in dogs with nonregenerative immunemediated anemia. J. Vet. Intern. Med. 35, 252– 260 (2020). Assenmacher, T. D., Jutkowitz, L. A., Koenigshof, A. M., Lucidi, C. de A. & Scott, M. A. Clinical features of precursor-targeted immune-mediated anemia in dogs: 66 cases (2004-2013). J. Am. Vet. Med. Assoc. 255, 366–376 (2019). Weiss, D. J. Primary pure red cell aplasia in dogs: 13 cases (1996-2000). J. Am. Vet. Med. Assoc. 221, 93–95 (2002). 22 ifevet Instituto de Formación en Especialidades Veterinarias Formación veterinaria innovadora para tu día a día ifevet Postgrado en Medicina Interna Módulos 7 y 8 ifevet.com y nos pondremos en contacto contigo. 37 ifevet MÓDULOS 7 y 8: Hematología y Cardiología 1 ifevet Estructura y bene icios del postgrado El postgrado se estructura en módulos con clase teórico-prácti- cas que permitirán al alumno avanzar en su práctica diaria. Al inalizar los módulos los alumnos recibirán la base teórica fundamental de las diferentes áreas de la medicina interna ca- nina y felina que le debe permitir aproximarse adecuadamente a casos clínicos de todas las áreas de la medicina interna. Para ello el postgrado se fundamenta en la realización, tanto en las clases teóricas como mediante un soporte digital, de casos clínicos que ayudarán a aplicar los conocimientos teóricos aprendidos.. 2 ifevet Hematología Ponentes: Jorge Pérez-Accino LdoVet, Dipl. ECVIM-CA Internal Medicine, FHEA, MRCVS Formación Innovadora para tu día a día 3 ifevet Índice Medicina transfusional.......................................................................... 6 Selección del conante de sangre......................................................... 6 Extracción de sangre y procesado / almacenamiento..................... 7 Hemoderivados disponibles y sus indicaciones............................... 9 Estudio de compatibilidad: grupos sanguíneos y pruebas de compatibilidad cruzada............. 18 Administración de los hemoderivados............................................... 23 Reacciones transfusionales.................................................................. 25 Xenotransfusión.................................................................................... 28 Referencias............................................................................................. 29 Problemas de coagulación, Parte I: Coagulopatías................. 37 Fisiología de la hemostasia.................................................................. 37 Valoración de la hemostasia................................................................. 39 Alteracioes de la hemostasia................................................................ 46 Tratamiento de las alteraciones de la hemostasia............................ 60 Referencias.............................................................................................. 67 Problemas de coagulación, Parte II: Trombocitopenia inmune............................................................................................................. 76 4 ifevet Introducción........................................................................................... 76 Hemostasia primaria y ﬁsiología plaquetaria................................... 77 Mecanismos de trombocitopenia....................................................... 78 Fisiopatología de la trombocitopenia inmune.................................. 78 Clasiﬁcación de la trombocitopenia inmune..................................... 79 Presentación clínica.............................................................................. 80 Protocolo diagnóstico........................................................................... 81 Tratamiento de la trombocitopenia inmune primaria...................... 86 Predictores de gravedad y pronóstico............................................... 92 Bibliografía............................................................................................. 93 Polartritis inmunitaria........................................................................... 100 Presentación........................................................................................... 100 Clasiﬁcación............................................................................................ 101 Referencias............................................................................................... 111 5 ifevet Medicina transfusional Por Jorge Pérez-Accino, LdoVet, Dipl. ECVIM-CA Internal Medicine, FHEA, MRCVS La medicina transfusional ha progresado signiﬁcativamente en los últimos años y los bancos de sangre son cada vez más accesibles para el veterinario. En este módulo se repasarán los conceptos básicos respecto a la selección del donante, extracción de sangre, procesado y almacenamiento de los hemoderivados, indicaciones de los principales hemoderivados disponibles en los bancos de sangre, grupos sanguíneos y pruebas de compatibilidad, técnica de administración, riesgo de reacciones transfusionales y xenotransfusión. Selección del conante de sangre De forma general, los donantes caninos deben tener entre 1 y 8 años, pesar más de 23 kg, estar correctamente vacunados y desparasitados, tener un carácter tranquilo, sin medicaciones en las últimas 6 semanas, sin patologías crónicas, no deben estar gestantes ni haber recibido transfusiones previas. Por su parte, los gatos deben tener entre 1 y 10 años, y pesar más de 3 kg, además del resto de características previamente indicadas. Aquellos animales que han recibido una transfusión previa no son aptos para la donación por el riesgo de haber desarrollo de anticuerpos de sensibilización y, que por tanto supondrían un mayor riesgo de reacción inmunológica en el receptor. Además, los donantes no deben presentar alteraciones analíticas en el hemograma o bioquímica sérica en el momento de la donación, y deben ser negativos para las principales enfermedades infecciosas trasmitidas mediante transfusión. En 2016, el Colegio Americano de Medicina Interna Veterinaria (ACVIM) actualizó las guías para descartar enfermedades 6 ifevet infecciosas en los donantes que podrían ser transmitidas al receptor por medio de una transfusión (Wardrop et al. 2016). De esta forma, en perros se considera fundamental descartar Ehrlichia spp., Leishmania spp., Babesia spp., Anaplasma spp. y Brucella spp.; mientras que en gatos es necesario descartar el virus de la leucemia felina (antígeno p27 y PCR de provirus), el virus de la inmunodeﬁciencia felina, hemoplasmas y Bartonella spp. Además, podría ser importante descartar otras enfermedades infecciosas en función de su prevalencia en una determinada área geográﬁca. Existe evidencia de la presencia de un importante número de patógenos subclínicos en gatos de propietarios particulares y vida indoor, por lo que se recomienda realizar un examen exhaustivo de enfermedades infecciosas en el donante a pesar de la ausencia de signos clínicos. Además, cabe recalcar la importancia de descartar la presencia de provirus de FeLV en el donante felino. La ausencia de antígeno p27 de FeLV en la serología del paciente, pero con persistencia de provirus integrado en el ADN se ha identiﬁcado en gatos después de sufrir infección regresiva (Hofmann- Lehmann et al. 2001, Nesina et al. 2015). La prevalencia de gatos con provirus FeLV positivo y antígeno p27 negativo varía entre las diferentes poblaciones investigadas y se ha observado que podría llegar hasta el 10% de los gatos (Hofmann-Lehmann et al. 2001). La transmisión del FeLV puede ocurrir a través de la transfusión de sangre de donantes negativos al antígeno p27, pero positivos a provirus, y los receptores de dicha sangre pueden desarrollar infección progresiva (Nesina et al. 2015). Tan solo 104 copias de provirus en 10 ml de sangre son suﬁcientes para producir infección progresiva por FeLV en el receptor (Hofmann-Lehmann et al. 2001). Extracción de sangre y procesado / almacenamiento Para la extracción en perros se emplean bolsas comerciales que contienen 63 ml de citrato-fosfato-dextrosa-adenina (CPDA-1) como anticoagulante y conservante. Además, algunas bolsas de extracción contienen bolsas satélite con SAG-Manitol (cloruro sódico, adenina, glucosa y manitol) que permitirán la posterior separación y conservación de los diferentes hemoderivados. 7 ifevet Dichos sistemas en perro se consideran sistemas cerrados, al no tener que ensamblar diferentes piezas y mantener en todo momento la integridad de la esterilidad. En el caso de los gatos, tradicionalmente se han empleado sistemas abiertos que requieren el ensamblado de piezas (jeringa, prolongador, llave de 3 vías y aguja), con el consiguiente riesgo de contaminación y pérdida de esterilidad durante la manipulación. Para ello se emplean jeringas precargadas con una proporción de 1 ml de anticoagulante (CPDA-1) por cada 8 ml de sangre. Posteriormente la sangre entera extraída se transﬁere a una bolsa pediátrica sin anticoagulante. Estudios en veterinaria sugieren que la extracción de volúmenes de donación de 15 a 20 mL/kg en perros y de 10 a 15 ml/kg en gatos no producen alteraciones hemodinámicas importantes (ej. hipotensión) y no es necesario el suplemento con ﬂuidos durante la extracción. Aunque la presión arterial sistémica podría disminuir aproximadamente 10-15 mmHg durante la extracción sanguínea, no parece que se asocie a la aparición de hipotensión u otros efectos adversos en el donante (Lanevschi et al. 2001, Iazbik et al. 2007). En perro, la unidad de extracción no debería ser inferior a 405 ml por el riesgo de excesiva cantidad de citrato en la unidad; ni superior a 495 ml, por el riesgo de presencia de coágulos, rotura de la unidad durante el procesado o menor vida media de los eritrocitos. Antes de la extracción se recomienda un periodo de ayuno para evitar la hiperlipemia que podría asociarse a un efecto negativo en la membrana del eritrocito y en su vida media, incremento del daño oxidativo, descenso de la oxihemoglobina, aumento de la metahemoglobina e incremento de fragilidad osmótica. Después de la donación se administrará comida y agua, y se limitará el ejercicio durante 24 horas. Aunque ante una situación de urgencia un donante podría volver a donar 2-3 semanas después la anterior donación, la recomendación estándar es dejarlos descansar durante 3-4 meses para facilitar la recuperación de las reservas de hierro y la síntesis nuevos eritrocitos. El procesado de sangre entera se realiza mediante diferentes protocolos de centrifugado para separar la sangre en sus diferentes hemoderivados (concentrado de eritrocitos -CE-, plasma fresco congelado, plasma rico en plaquetas/concentrado de plaquetas, crioprecipitado, criosobrenadante). 8 ifevet Como regla general, los hemoderivados con eritrocitos se almacenarán a 2- 4ºC durante 4-6 semanas, mientras que los productos plasmáticos se almacenarán a -18ºC durante 1-5 años. Una ultracongelación inicial de los productos plasmáticos a -80ºC permitirá una mejor conservación de las propiedades terapéuticas de las proteínas plasmáticas almacenadas. Los productos plaquetarios se almacenarán a temperatura ambiente en agitación continua durante 5-7 días. Estudios en los últimos años han asociado de forma inconsistente las unidades más viejas con mortalidad o hemólisis. Independientemente de dicha asociación, el uso de hemoderivados estableciendo un criterio prioritario según la proximidad de la fecha de caducidad se considera esencial para el adecuado funcionamiento de los bancos de sangre y el aprovechamiento de los recursos. Hemoderivados disponibles y sus indicaciones El uso de hemoderivados, en lugar de sangre entera, permite un mayor aprovechamiento de recursos al utilizar en cada paciente únicamente el componente necesario. Además, permite un mayor tiempo de almacenamiento de cada hemoderivado, al mismo tiempo que disminuyen las reacciones transfusionales por la administración de componentes no necesarios. Concentrado de eritrocitos Se obtiene tras centrifugar la sangre entera y retirar el plasma. Las unidades de CE presentan un hematocrito aproximado del 60% +/- 10% tras diluirse en SAG-Manitol, que permitirá un tiempo de almacenamiento de hasta 42 días a temperatura 2-6ºC. Está indicado en cualquier tipo de anemia, pero especialmente en aquellas anemias normovolémicas (hemólisis, anemias no regenerativas o anemias ferropénicas). Además, es preferible respecto a la sangre entera en pacientes con anemias graves y riesgo de sobrecarga de 9 ifevet volumen (cardiópatas, enfermos renales, pediátricos, hipertensos, gatos con anemias crónicas…) debido al menor volumen aportado. Existe controversia respecto al momento óptimo en que un paciente requiere de una transfusión, aunque probablemente sea una valoración multifactorial. El momento óptimo de transfusión de un paciente dependerá de su historia (tipo de anemia, velocidad de aparición y duración), estado clínico (ej., estado mental, tiempo de llenado capilar, color de mucosas, frecuencia cardiaca y respiratoria, calidad del pulso, temperatura) y otras variables laboratoriales (ej., hematocrito, hemoglobina, lactato, exceso de base, presión parcial de oxígeno arterial). La tendencia en medicina humana es la de seguir una estrategia restrictiva (transfundir con niveles de hemoglobina 37ºC) puede producir daño sobre los eritrocitos y predisponer al crecimiento de microorganismos. El plasma fresco congelado, previo a su administración, debe ser descongelado lentamente y sin sobrepasar los 37ºC para evitar la desnaturalización de proteínas. Un método recomendado es sumergir la unidad en agua a temperatura aproximada de 30 ºC durante 2030 min. 24 ifevet Los hemoderivados deben ser administrados a través de sistemas de administración con ﬁltro de entre 170 y 260 μm. Estos sistemas están diseñados para ﬁltrar los coágulos y partículas no necesarias y potencialmente dañinas para el receptor (células grandes, restos celulares y proteínas coaguladas). En medicina felina es preferible usar ﬁltros de microagregados pediátricos de medicina humana de 18 μm, debido a los pequeños volúmenes de sangre que retienen dichos ﬁltros. Éstos ﬁltran plaquetas degeneradas, células blancas y hebras de ﬁbrina que se forman a partir de los 5 días de almacenaje, permitiéndonos eliminar factores con potencial antigénico. Existe controversia respecto a la forma óptima de administrar el concentrado de eritrocitos. El uso de bombas podría ocasionar un daño mecánico a los eritrocitos, pero por otro lado, permite un mejor control del volumen y velocidad de infusión. En perros, el uso de bombas de jeringa con ﬁltros de 18 micras, así como el uso de bombas de infusión peristáltica volumétrica con ﬁltros estándar de 170 a 260 micras, parece que acorta signiﬁcativamente la supervivencia de los glóbulos rojos (McDevitt et al. 2011). Por el contrario, un estudio similar en gatos mostró que el uso de una bomba de jeringa con ﬁltro en línea de 18 micras no disminuyó signiﬁcativamente la supervivencia de los glóbulos rojos. Esto podría deberse a un menor tamaño de los eritrocitos del gato que no se ven afectados al pasar por los ﬁltros, o a una mayor tolerancia del sistema mononuclear fagocítico del gato a los defectos en la membrana del eritrocito (Heikes et al. 2014) La velocidad de transfusión inicial debe ser lenta (p. ej. 0,5-1 ml/kg/h) durante 15-30 min. Durante este periodo se debe monitorizar de cerca al paciente (estado mental, color de mucosas, tiempo de llenado capilar, frecuencia cardiaca y respiratoria, calidad de pulso, patrón respiratorios, presión arterial, temperatura, presencia de angioedema, vómitos, diarrea, colapso, hematuria…). Si transcurrido este tiempo no se producen reacciones transfusionales, pasaremos a una velocidad de 2.5-10 ml/kg/h según las necesidades del paciente para ﬁnalizar la transfusión en 2-4 horas. En pacientes con riesgo de sobrecarga de volumen (cardiópatas, hipertenson, oliguricos…) no superaremos 3-5 ml/kg/h, y la unidad se administrará en 3-4 horas. En pacientes en shock hipovolémico se pueden alcanzar velocidades de hasta 20-60 ml/ kg/h. 25 ifevet Reacciones transfusionales Las reacciones transfusionales son frecuentes y ocurren en un 3-28% de las transfusiones en perros y un 1-9% de las transfusiones en gatos. Se pueden clasiﬁcar en inmunológicas y no inmunológicas, así como en agudas ( 48 horas). Las reacciones inmunológicas son aquellas que se producen por respuesta de los anticuerpos del receptor contra antígenos de los eritrocitos, plaquetas, leucocitos y proteínas plasmáticas del donante: Reacciones contra eritrocitos: Se trata de una reacción de hipersensibilidad tipo II y la severidad puede variar entre ﬁebre moderada hasta crisis hemolíticas agudas pongan en riesgo la vida del paciente. El tipo de reacción puede ser agudas o retardadas. En perros, las reacciones hemolíticas agudas pueden ocurrir por la presencia de anticuerpos frente a los grupos sanguíneos DEA 1, DEA 4 o DAL. En gatos es especialmente importante en los gatos tipo B que reciben sangre tipo A, incluso en una primera transfusión. Pequeños volúmenes de sangre del grupo A (1 ml) puede producir una reacción hemolítica severa en gatos tipo B con hemolisis de la sangre transfundida en aproximadamente 1 hora. Las reacciones retardadas se deﬁnen como aquellas que aparecen después de las 24 o 48 horas de la transfusión. Estas pueden ser secundarias a anticuerpos naturales o anticuerpos de sensibilización que se producen entre 2-5 días después de una primera transfusión. En perros ocurren asociadas a incompatibilidades de los grupos sanguíneos DEA 3,5 y 7, y en gatos por la administración de sangre tipo B en gatos A. En una reacción hemolítica retardada no se producirán consecuencias graves para el receptor, pero disminuirá la vida media de los eritrocitos transfundidos, pudiendo ser de 3-5 días en lugar de los 20-30 días habituales. En estos animales, la presencia de hemoglobinemia o hemoglobinuria es indicativa de hemólisis intravascular, mientras que la presencia de bilirrubinemia o bilirrubinuria es indicativa de hemolisis extravascular. Reacciones alérgicas y reacciones febriles no hemolíticas: Las reacciones febriles y alérgicas son las que aparecen con más frecuencia, constituyendo un 60-90% de las reacciones transfusionales. Las 26 ifevet reacciones febriles no hemolíticas, se deﬁnen como aumentos en la temperatura en ≥1ºC durante la transfusión o en las 4 horas posteriores y suelen atribuirse a la reacción de ciertos aloanticuerpos presentes en el receptor contra antígenos de los leucocitos o plaquetas del donante. También contribuyen en este tipo de reacciones la aparición las citoquinas inﬂamatorias liberadas por los leucocitos durante el almacenamiento de las unidades. También pueden presentar vómitos o temblores que suelen resolver sin necesidad de tratamiento especíﬁco. Se recomienda parar la transfusión y retomarla posteriormente a velocidad inferior una vez controlados los signos clínicos. Las reacciones alérgicas son reacciones de hipersensibilidad tipo I asociadas a la exposición de alguna proteína contra la que el paciente ha sido previamente sensibilizado. Los signos típicos son urticaria, prurito, eritema, vómitos, náuseas, diarrea y dolor abdominal, aunque en casos graves pueden desencadenar un shock anaﬁlactico. Se recomienda parar o reducir la velocidad de la transfusión y administrar antihistamínicos (difenidramina 1-2 mg/kg IM y/o prednisona/prednisolona 1-2 mg/kg/24) para frenar la reacción alérgica. Las reacciones adversas no inmunomediadas pueden ser debidas a enfermedades transmitidas a través de la sangre o a problemas de manipulación, manejo o almacenaje de los hemoderivados: Contaminación bacteriana: Una unidad que ha sido contaminada con bacterias de crecimiento en ambientes fríos (p.e. Pseudomonas spp., Serratia marcencens…) acumulará endotoxinas durante el almacenamiento que pueden provocar desde una reacción febril inmediata hasta un shock endotóxico. Se ha aislado Serratia marcencens en animales que han recibido una transfusión y presentan ﬁebre, vómitos, diarrea, ictericia y muerte. Las unidades con crecimiento bacteriano suelen presentar cambios de coloración u otras alteraciones, por lo que es especialmente importante revisar cualquier unidad antes de administrarla al paciente. Transmisión de enfermedades infecciosas: Siguiendo los criterios de selección de patógenos adoptados por el American College of Veterinary internal Medicine (ACVIM) en 2016, las recomendaciones a nivel mundial para la selección de donantes son descartar Leishmania spp., Ehrlichia 27 ifevet spp., Babesia spp., Anaplasma spp. y Brucella spp. en el donante canino; y FeLV, FIV, Bartonella spp. y hemoplasmas en los donantes felinos antes de realizar cualquier transfusión. Sobrecarga de volumen: En pacientes con anemia normovolémica, hipertensos, pediátricos y con problemas renales o cardíacos, existe un mayor riesgo de sobrecarga circulatoria al usar velocidades o volúmenes de transfusión elevados. Además, los gatos son especialmente susceptibles a este tipo de reacción transfusional, más aún si son pacientes geriátricos (con mayor incidencia de cardipatía) o con anemia crónica (que puede acarrear una sobrecarga de volumen mediante activación del eje renina-angiotensina-aldosterona, como mecanismo compensatorio). La sobrecarga se maniﬁesta mediante taquipnea, cianosis, hipoxia y distrés respiratorio. Toxicidad por citrato: Se debe a un exceso de citrato como anticoagulante, a transfusiones masivas o a una falta de su metabolismo hepático por parte del receptor. El citrato actúa como quelante del calcio y del magnesio, pudiendo provocar hipocalcemia o hipomagnesemia. Los pacientes con insuﬁciencia hepática están predispuestos a este tipo de reacción debido a que el metabolismo del citrato se produce en el hígado. Generalmente los signos clínicos que suelen aparecer son secundarios a la hipocalcemia y a la hipomagnesemia, presentándose estos pacientes con hipotensión, arritmias, vómitos, tetania o temblores musculares. Hemólisis no inmunomediada: Es una hemolisis que se produce por un mal manejo de la unidad; exposición a temperaturas elevadas durante el almacenamiento, sobrecalentamiento previo a la transfusión, administración de sustancias no compatibles junto con el hemoderivado, congelación de la unidad, uso de bombas de infusión no autorizadas o de catéteres demasiado pequeños. Inmunomodulación relacionada con la transfusión: Cuando se realiza una transfusión siempre aparece en el receptor reacción pro-inﬂamatoria y disminuye la respuesta inmune, lo que podría tener un impacto negativo en la evolución del paciente. 28 ifevet Xenotransfusión En determinadas emergencias graves, se puede considerar la transfusión de sangre de una especie diferente si no se dispone de hemoderivados de la misma especie o si su uso puede suponer un mayor riesgo que beneﬁcio. La xenotransfusión de gatos con sangre de perro ha sido la más empleada. En estudios in vitro, los gatos parecen tener una alta prevalencia de anticuerpos naturales contra los eritrocitos caninos, lo que resulta en frecuentes incompatibilidades en la prueba de compatibilidad cruzada (Priolo et al. 2018). Sin embargo, la importancia de estos anticuerpos no está clara y parece que la incidencia de reacciones transfusionales graves in vivo en gatos que reciben sangre canina por primera vez no es alta. Sin embargo, se producirá una importante hemolisis retardada de los eritrocitos 2-4 días después de la transfusión y la presencia de hemólisis intravascular es frecuente (Euler et al. 2016). En un estudio reciente, apareció una reacción febril no hemolítica hasta en un 12% de los casos, la mortalidad fue del 20% en 24horas, y un 36% de los gatos estaban vivos una semana después de la transfusión con sangre de perro (Le Gal et al. 2020). La mayoría de los gatos necesitaron una segunda transfusión felina compatible pocos días después, pero la xenotransfusión permitió ganar tiempo para realizarla. En casos de una segunda transfusión con sangre canina se desarrollará una anaﬁlaxis que podría ser fatal. Otro artículo describió la reanimación exitosa de un gatito gravemente anémico con eritrocitos caninos administrados intracardíacos durante el proceso de reanimación cardiopulmonar (Oron et al. 2017). Por lo tanto, es opinión del autor, que la xenotransfusión podría estar indicada en casos graves que amenazan la vida del paciente en los que existe falta de productos sanguíneos felinos o incompatibilidad grave de los hemoderivados disponibles (ej. receptores tipo B y solo disponibilidad de hemoderivados tipo A). 29 ifevet Referencias Abrams-Ogg AC. Triggers for prophylactic use of platelet transfusions and optimal platelet dosing in thrombocytopenic dogs and cats. Vet Clin North Am Small Anim Pract 2003; 33(6):1401–1418. Beer K, Silverstein DC. Controversies in the use of fresh frozen plasma in critically ill small animal patients. J Vet Emerg Crit Care 2015;25(1):101–6. Bersenas AM, Hoddinott KL. Allogenic blood patch pleurodesis for continuous pneumothorax in three cats. JFMS Open Rep. 2020 Aug 31;6(2):2055116920945595. Blajchman MA, Slichter SJ, Heddle NM, et al. New strategies for the optimal use of platelet transfusions. Hematol Am Soc Hematol Educ Program 2008; 2008(1):198–204 Blais M, Berman L, Oakley DA, et al. Canine Dal blood type: a red cell antigen lacking in some dalmatians. J Vet Intern Med 2007;21(2):281–6. Blais MC, Rozanski EA, Hale AS, Shaw SP, Cotter SM. Lack of evidence of pregnancy-induced alloantibodies in dogs. J Vet Intern Med. 2009 May- Jun;23(3):462-5. Blasi Brugué C, Ferreira R, Mesa-Sánchez I, et al. In vitro quality control analysis after processing and during storage of feline packed red blood cells units. BMC Veterinary Research. 2018; 14:141 Callan MB, Appleman EH, Sachais BS. Canine platelet transfusions. J Vet Emerg Crit Care 2009; 19(5):401–415. Caturelli E, Squillante M, Andriulli A, et al. Fine-needle liver biopsy in patients with severely impaired coagulation. Liver 1993;13(5):270–3. Cohn LA, Kerl ME, Lenox CE, et al. Response of healthy dogs to infusions of human serum albumin. Am J Vet Res 2007;68(6):657–63. 30 ifevet Comazzi S, Pieralisi C, Bertazzolo W. Haematological and biochemical abnormalities in canine blood: frequency and associations in 1022 samples. J Small Anim Pract 2004;45:343–9. Correia S; Ferreira R; Matos A, et.al. Frequência dos tipos de sangue felinos na península ibérica. VII Portuguese Veterinary Council Congress, 2016, Lisbon, Portugal. Corsi R, McMichael MA, Smith SA, et al. Cytokine concentration in stored canine erythrocyte concentrates. J Vet Emerg Crit Care 2014;24(3):259–63. Culler C, Iazbik C, Guillaumin J. Comparison of albumin, colloid osmotic pressure, von Willebrand factor, and coagulation factors in canine cryopoor plasma, cryoprecipitate, and fresh frozen plasma. J Vet Emerg Crit Care 2017;27(6): 638–44. Culler CA, Balakrishnan A, Yaxley PE, et al. Clinical use of cryopoor plasma continuous rate infusion in critically ill, hypoalbuminemic dogs. J Vet Emerg Crit Care 2019;29(3):314–20. Dzik WH. Predicting hemorrhage using preoperative coagulation screening assays. Curr Hematol Rep 2004;3(5):324–30. Delaney AP, Dan A, McCaﬀrey J, et al. The role of albumin as a resuscitation ﬂuid for patients with sepsis: a systematic review and meta-analysis. Crit Care Med 2011;39(2):386–91. Ek_Iz E, Arslan M, Akyazi _I, et al. The eﬀects of prestorage leukoreduction and storage duration on the in vitro quality of canine pRBCs. Turk J Vet Anim Sci 2012;36(6):711–7. Estrin MA, Wehausen CE, Jessen CR, Lee JA. Disseminated intravascular coagulation in cats. J Vet Intern Med. 2006 Nov-Dec;20(6):1334-9. Euler CC, Raj K, Mizukami K, et al. Xenotransfusion of anemic cats with blood compatibility issues: pre- and posttransfusion laboratory diagnostic and crossmatching studies. Vet Clin Pathol 2016;45(2):244–53. 31 ifevet Fisher N, Mutimer D. Central venous cannulation in patients with liver disease and coagulopathy – a prospective audit. Intensive Care Med 1999;25(5):481– 5. Francis AH, Martin LG, Haldorson GJ, et al. Adverse reactions suggestive of Type III hypersensitivity in six healthy dogs given human albumin. J Am Vet Med Assoc 2007;230(6):873–9. Goulet S, Giger U, Arsenault J, Abrams-Ogg A, Euler CC, Blais MC. Prevalence and Mode of Inheritance of the Dal Blood Group in Dogs in North America. J Vet Intern Med. 2017 May;31(3):751-758. Goy-Thollot I, Giger U, Boisvineau C, et al. Pre- and post-transfusion alloimmunization in dogs characterized by 2 antiglobulin-enhanced cross- match tests. J Vet Intern Med 2017;31(5):1420–9. Greeno E, McCullough J, Weisdorf D. Platelet utilization and the transfusion trigger: a prospective analysis. Transfusion 2007; 47(2):201–205. Herring JM, McMichael MA, Smith SA. Microparticles in health and disease. J Vet Intern Med 2013;27(5):1020–33. Hann L, Brown D, King L, et al. Eﬀect of duration of packed red blood cell storage on morbidity and mortality in dogs after transfusion: 3,095 cases (2001– 2010). J Vet Intern Med 2014;28(6):1830–7. Heikes BW, Ruaux CG. Eﬀect of syringe and aggregate ﬁlter administration on survival of transfused autologous fresh feline red blood cells. J Vet Emerg Crit Care 2014;24(2):162–7. Hofmann-Lehmann, R., Huder, J.B., Gruber, S., et al. (2001) Feline leukaemia provirus load during the course of experimental infection and in naturally infected cats. Journal of General Virology 82, 1589–1596. Holahan ML, Brown AJ, Drobatz KJ. The association of blood lactate concentration with outcome in dogs with idiopathic immune-mediated hemolytic anemia: 173 cases (2003-2006). J Vet Emerg Crit Care. 2010; 20:413- 420. 32 ifevet Holowaychuk MK, Musulin SE. The eﬀect of blood usage protocol on the age of packed red blood cell transfusions administered at 2 veterinary teaching hospitals. J Vet Emerg Crit Care 2015;25(5):679–83. Horowitz FB, Read RL, Powell LL. A retrospective analysis of 25% human serum albumin supplementation in hypoalbuminemic dogs with septic peritonitis. Can Vet J 2015;56:591–7. Humm KR, Chan DL. Prospective evaluation of the utility of cross-matching prior to ﬁrst transfusion in cats: 101 cases. J Small Anim Pract. 2020 May;61(5):285291. Iazbik MC, Gómez Ochoa P, Westendorf N, Charske J, Couto CG. Eﬀects of blood collection for transfusion on arterial blood pressure, heart rate, and PCV in cats. J Vet Intern Med. 2007 Nov-Dec;21(6):1181-4. doi: 10.1892/06- 287.1. PMID: 18196723. Lanevschi A, Wardrop K. Principles of transfusion medicine in small animals. Can Vet J 2001;42(6):447–54. Lasta CS, Hlavac N, Marcondes NA, Dalmolin ML, Terra SR, de Almeida Lacerda L, Faulhaber GAM, González FHD. Quality control in veterinary blood banks: evaluation of canine platelet concentrates stored for ﬁve days. BMC Vet Res. 2020 Jan 30;16(1):25. Lee JH, Giger U, Kim HY. Kai 1 and Kai 2: Characterization of these dog erythrocyte antigens by monoclonal antibodies. PLoS One. 2017 Jun 29;12(6):e0179932. Le Gal A, Thomas EK, Humm KR. Xenotransfusion of canine blood to cats: a review of 49 cases and their outcome. J Small Anim Pract. 2020 Mar;61(3):156162. Loyd KA, Cocayne CG, Cridland JM, et al. Retrospective evaluation of the administration of 25% human albumin to dogs with protein-losing enteropathy: 21 cases (2003-2013). J Vet Emerg Crit Care (San Antonio) 2016; 26(4):587–92. 33 ifevet López S, Vilar JM, Sopena JJ, Damià E, Chicharro D, Carrillo JM, Cuervo B, Rubio AM. Assessment of the Eﬃcacy of Platelet-Rich Plasma in the Treatment of Traumatic Canine Fractures. Int J Mol Sci. 2019 Mar 1;20(5):1075. Maglaras CH, Koenig A, Bedard DL, et al. Retrospective evaluation of the eﬀect of red blood cell product age on occurrence of acute transfusion- related complications in dogs: 210 cases (2010-2012). J Vet Emerg Crit Care 2016;27(1): 108–20. Marik PE, Corwin HL. Eﬃcacy of red blood cell transfusion in the critically ill: a systematic review of the literature. Crit Care Med. 2008 Sep;36(9):2667-74. Martin LG, Luther TY, Alperin DC, et al. Serum antibodies against human albumin in critically ill and healthy dogs. J Am Vet Med Assoc 2008;232(7):1004–9. Mathews KA. The therapeutic use of 25% human serum albumin in critically ill dogs and cats. Vet Clin North Am Small Anim 2008;38:595–605. Mathews KA, Barry M. The use of 25% human serum albumin: outcome and eﬃcacy in raising serum albumin and systemic blood pressure in critically ill dogs and cats. J Vet Emerg Crit Care 2005;15:110–8. Mazzaferro EM, Balakrishnan A, Hackner SG, et al. Delayed Type-III hypersensitivity reaction with acute kidney injury in two dogs following administration of concentrated human albumin during treatment of hypoalbuminemia secondary to septic peritonitis. J Vet Emerg Crit Care (San Antonio) 2020 [Online ahead of print]. Mazzaferro EM, Rudloﬀ E, Kirby R. The role of albumin replacement in the critically ill veterinary patient. J Vet Emerg Crit Care (San Antonio) 2002;12(2): 113–24. McClosky ME, Brown D, Weinstein NM, et al. Prevalence of naturally occurring non-AB blood type incompatibilities in cats and inﬂuence of crossmatch on transfusion outcomes. J Vet Intern Med 2018;32(6):1934–42. 34 ifevet McDevitt RI, Ruaux CG, Baltzer WI. Inﬂuence of transfusion technique on survival of autologous red blood cells in the dog. J Vet Emerg Crit Care 2011;21(3): 209–16. McMichael MA, Smith SA, Galligan A, et al. Eﬀect of leukoreduction on transfusion-induced inﬂammation in dogs. J Vet Intern Med 2010;24(5):1131– 7. 52. Mesa-Sánchez I, Ferreira R, Cardoso I, et al. (2020). The prevalence of subclinical infectious diseases in feline potential blood donors: The importance of an extended screening panel. Journal of Small Animal Practice (in press) Nesina, S., Helfer-Hungerbuehler, A.K., Riond, B., et al. (2015) Retroviral DNA– the silent winner: blood transfusion containing latent feline leukemia provirus causes infection and disease in naive recipient cats. Retrovirology 12, 105. Nielsen H, Skov F, Dybkjær E, et al. Leucocyte and platelet-derived bioactive substances in stored blood: eﬀect of prestorage leucocyte ﬁltration. Eur J Haematol 1997;58(4):273–8. Odunayo A, Garraway K, Rohrbach BW, et al. Incidence of incompatible crossmatch results in dogs admitted to a veterinary teaching hospital with no history of prior red blood cell transfusion. J Am Vet Med Assoc 2017;250(3):303– 8. O’Leary MJ, Koll M, Ferguson CN, et al. Liver albumin synthesis in sepsis in the rat: inﬂuence of parenteral nutrition, glutamine and growth hormone. Clin Sci (Lond) 2003;105(6):691–8. Oppenheimer N, Klainbart S, Merbl Y, Bruchim Y, Milgram J, Kelmer E. Retrospective evaluation of the use of autologous blood-patch treatment for persistent pneumothorax in 8 dogs (2009-2012). J Vet Emerg Crit Care (San Antonio). 2014 Mar-Apr;24(2):215-20. Oron L, Bruchim Y, Klainbart S, et al. Ultrasound-guided intracardiac xenotransfusion of canine packed red blood cells and epinephrine to the left ventricle of a severely anemic cat during cardiopulmonary resuscitation. J Vet Emerg Crit Care 2017;27(2):218–23. 35 ifevet Park HJ, Kim JW, Song KH, Seo KW. Application of vincristine-loaded platelet therapy in three dogs with refractory immune-mediated thrombocytopenia. J Vet Sci. 2015;16(1):127-130. Powell C, Thompson L, Murtaugh R. Type III hypersensitivity reaction with immune complex deposition in 2 critically ill dogs administered human serum albumin. J Vet Emerg Crit Care (San Antonio) 2013;23(6):598–604. Priolo V, Masucci M, Spada E, et al. Naturally occurring antibodies in cats against dog erythrocyte antigens and vice versa. J Feline Med Surg 2018;20(8):690–5. Rushton JO, Kammergruber E, Tichy A, Egerbacher M, Nell B, Gabner S. Eﬀects of three blood derived products on equine corneal cells, an in vitro study. Equine Vet J. 2018 May;50(3):356-362. Segal JB, Dzik WH, Network1 T. Paucity of studies to support that abnormal coagulation test results predict bleeding in the setting of invasive procedures: an evidence-based review. Transfusion 2005;45(9):1413–25. Sharma R, Marwaha N. Leukoreduced blood components: advantages and strategies for its implementation in developing countries. Asian J Transfus Sci 2010; 4(1):3–8 Smith SA, Ngwenyama TR, O’Brien M, et al. Procoagulant phospholipid concentration in canine erythrocyte concentrates stored with or without prestorage leukoreduction. Am J Vet Res 2015;76(1):35–41. Snow SJ, Jutkowitz A, Brown AJ. Trends in plasma transfusion at a veterinary teaching hospital: 308 patients (1996-1998 and 2006 -2008). J Vet Emerg Crit Care (San Antonio) 2010;20(40):441–5. Soares R, Rui R. F. Ferreira, Inês M. Cardoso, et.al. Frequência do tipo de sangue DEA 1 em cães na península ibérica. 12th Hospital Veterinário Montenegro Congress, 2017, Porto, Portugal. Solomon SB, Wang D, Sun J, et al. Mortality increases after massive exchange transfusion with older stored blood in canines with experimental pneumonia. Blood 2013;121(9):1663–72. 36 ifevet Spann AP, Campbell JE, Fitzgibbon SR, Rodriguez A, Cap AP, Blackbourne LH, Shaqfeh ESG. The Eﬀect of Hematocrit on Platelet Adhesion: Experiments and Simulations. Biophys J. 2016 Aug 9;111(3):577-588. Sylvane B, Prittie J, Hohenhaus AE, et al. Eﬀect of cross-match on packed cell volume after transfusion of packed red blood cells in transfusion-naıve anemic cats. J Vet Intern Med 2018;32(3):1077–83. Tambella AM, Attili AR, Dini F, Palumbo Piccionello A, Vullo C, Serri E, Scrollavezza P, Dupré G. Autologous platelet gel to treat chronic decubital ulcers: a randomized, blind controlled clinical trial in dogs. Vet Surg. 2014 Aug;43(6):726-33. Trow AV, Rozanski EA, De Laforcade A, et al. Evaluation of use of human albumin in critically ill dogs: 73 cases (2003-2006). J Am Vet Med Assoc 2008;233(4): 607–12. Urban R, Guillermo Couto C, Iazbik MC. Evaluation of hemostatic activity of canine frozen plasma for transfusion by thromboelastography. J Vet Intern Med. 2013 Jul-Aug;27(4):964-9. Valeri CR, Khuri S, Ragno G. Nonsurgical bleeding diathesis in anemic thrombocytopenic patients: role of temperature, red blood cells, platelets, and plasmaclotting proteins. Transfusion. 2007 Oct;47(4 Suppl):206S-248S. Vigano F, Perissinotto L, Bosco VRF. Administration of 5% human serum albumin in critically ill small animal patients with hypoalbuminemia: 418 dogs and 170 cats (1994-2008). J Vet Emerg Crit Care (San Antonio) 2010;20(2):237– 43. Vigano F, Blasi C, Carminato N, et al. Prospective review of clinical hypersensitivity reactions after administration of 5% human serum albumin in 40 critically ill cats. Top Companion Anim Med 2019;35:38–41. Vilar JM, Manera ME, Santana A, Spinella G, Rodriguez O, Rubio M, Carrillo JM, Sopena J, Batista M. Eﬀect of leukocyte-reduced platelet-rich plasma on osteoarthritis caused by cranial cruciate ligament rupture: A canine gait analysis model. PLoS One. 2018 Mar 19;13(3):e0194752. 37 ifevet Vincent JL, Dubois MJ, Navickis RJ, et al. Hypoalbuminemia in acute illness: is there a rationale for intervention? A meta-analysis of cohort studies and controlled trials. Ann Surg 2003;237(3):319–34. Walton JE, Hale AS, Brooks MB, Boag AK, Barnett W, Dean R. Coagulation factor and hemostatic protein content of canine plasma after storage of whole blood at ambient temperature. J Vet Intern Med. 2014 Mar- Apr;28(2):571-5. Wardrop KJ, Birkenheuer A, Blais MC, et al. Update on canine and feline blood donor screening for blood-borne pathogens. J Vet Intern Med 2016;30(1):15– 35. Weinkle TK, Center SA, Randolph JF, et al. Evaluation of prognostic factors, survival rates and treatment protocols for immune-mediated hemolytic anemia in dogs:151 cases. J Am Vet Med Assoc 2005;226:1869–80. Weinstein NM, Blais M, Harris K, et al. A newly recognized blood group in domestic shorthair cats: the Mik red cell antigen. J Vet Intern Med 2007;21(2):287– 92. Wong C, Koenig A. The colloid controversy – are colloids bad and what are the options? Vet Clin North Am Small Anim 2017;47:411–21. Zaremba R, Brooks A, Thomovsky E. Transfusion medicine: An update on antigens, antibodies and serologic testing in dogs and cats. Top Companion Anim Med 2018;34:36–46. 38 ifevet Problemas de coagulación, Parte I: Coagulopatías Por Jorge Pérez-Accino, LdoVet, Dipl. ECVIM-CA Internal Medicine, FHEA, MRCVS La hemostasia es un proceso complejo que implica interacciones temporoespaciales reguladas entre la pared de los vasos sanguíneos, el factor tisular, las plaquetas circulantes, las proteínas plasmáticas procoagulantes, las proteínas plasmáticas anticoagulantes y las proteínas ﬁbrinolíticas. Clínicamente, la hemostasia se clasiﬁca en tres fases; hemostasia primaria, secundaria y ﬁbrinolisis. En este módulo, se tratará en detalle las alteraciones congénitas de la hemostasia primaria (trombopatías congénitas y enfermedad de von Willebrand- EvW); las alteraciones congénitas de la hemostasia secundaria (hemoﬁlia A, hemoﬁlia B y otros déﬁcit de factores especíﬁcos); las alteraciones adquiridas de la hemostasia secundaria (intoxicación por rodenticidas, hepatopatías, coagulopatías por traumatismo y coagulación intravascular diseminada); y de las alteraciones de la ﬁbrinolisis (hiperﬁbrinolisis congénitas y adquiridas). Para profundizar en otras causas adquiridas de la hemostasia primaria en situaciones de urgencia (ej. trombocitopenia; trombocitopenia inmune) se recomienda acudir al módulo correspondiente del presente postgrado. Fisiología de la hemostasia El modelo de coagulación basado en células describe el conjunto de interacciones ﬁsiológicas por el cual el factor tisular desencadena la coagulación in vivo, las plaquetas ampliﬁcan la producción de trombina, y la 39 ifevet trombina tiene una acción bidireccional promoviendo e inhibiendo la coagulación. Cuando existe una lesión en el endotelio vascular se expone la sangre al colágeno subendotelial, al factor de von Willebrand (FvW) y al factor tisular, y se inicia la “activación” de las plaquetas. Las plaquetas se transforman en esferas espinosas capaces de adherirse al colágeno subendotelial mediante la interacción con el FvW en un proceso conocido como “adhesión”. Al unirse las glicoproteínas de membrana de las plaquetas (GP IIb-IIIa) con el FvW, se inicia la degranulación de los gránulos de las plaquetas que liberan calcio, serotonina, ﬁbrinógeno, FvW, ﬁbronectina y P- selectina. Estos mediadores producen la “agregación” de nuevas plaquetas y la ﬁjación de ﬁbrinógeno, que por medio de su unión dan lugar a la formación del tapón hemostático primario y a un ambiente protrombótico, suﬁciente para controlar la hemorragia en pequeños vasos y capilares. La hemostasia secundaria se inicia por la exposición del factor tisular que formará el complejo factor tisular-factor VIIa como iniciador de la cascada de la coagulación. Dicho complejo genera pequeñas cantidades de factor IXa y Xa, los cuales a su vez activan el paso de protrombina (factor II) a trombina (factor IIa). La trombina juega un papel fundamental en la ampliﬁcación y propagación de la coagulación al estimular la actividad de las plaquetas procoagulantes y la liberación de micropartículas plaquetarias. Dichas plaquetas procoagulantes y las micropartículas plaquetarias expresan fosfatidilserina, por lo que participan de la activación de los factores XII, XI y V, y sirvien como superﬁcie para la ﬁjación de los complejos de factores de coagulación activados (complejos factor VIIIa-IXa y factor Va-Xa). La cascada de la coagulación culmina con la formación de altas concentraciones de trombina (factor IIa), que convierte el ﬁbrinógeno (soluble) en hebras insolubles de ﬁbrina y formará una red de ﬁbrina-plaquetas que fortalecerá el tapón plaquetario (Hoﬀman et al. 2001, Italiano et al. 2010). Simultáneamente, la trombina desencadena la activación de proteínas anticoagulantes como la antitrombina (inhibe el factor IIa, IXa y Xa), y el complejo proteína C-proteína S (degradan los factores Va y VIIIa) que limitan el tamaño del coágulo. Además, la ﬁbrinolisis también es activada simultáneamente a la coagulación, limitando la formación del coagulo al área del daño del endotelio vascular, evitando la formación de trombosis, preservando la permeabilidad vascular y deshaciendo el coágulo una vez que se produce la reparación tisular. El activador del plasminógeno tisular (TPA) liberado tras el daño de las células del endotelio vascular activa el 40 ifevet plasminógeno a plasmina. El complejo TPA-plasmina se une a la ﬁbrina y la degrada, lo que da como resultado la formación de productos de degradación de la ﬁbrina (PDFs) y dímero D. Por último, el sistema ﬁbrinolítico será inhibido y regulado principalmente por el inhibidor del activador del plasminógeno-1 (PAI-1) y la alfa 2-antiplasmina. El PAI-1 inhibe la acción del TPA, mientras que la alfa 2-antiplasmina neutraliza la plasmina (Esmon et al. 1987, Wagner et al. 1989) Valoración de la hemostasia Historia previa y examen físico: En la anamnesis es importante incidir en la historia de episodios previos de sangrado, edad del primer episodio, la distribución del sangrado, si el sangrado ha sido espontáneo o secundario a un traumatismo, si está tomando medicación o si existe acceso a rodenticidas. El examen físico debe comenzar por una descripción general del estado de salud, especíﬁcamente centrándose en el estado de conciencia del paciente, color de membranas mucosas, patrón y esfuerzo respiratorio, y tipo y lugar del sangrado. El sangrado puede ser cutáneo, de mucosas (respiratoria, oral, gastrointestinal o genitourinaria), muscular, articular, intraparenquimatosa (cerebro, bazo, hígado), intracavitario (abdomen, pleura) u ocular. La distribución, extensión y la naturaleza de la hemorragia son importantes para caracterizar el tipo de defecto de la hemostasia. La trombocitopenia a menudo cursa con petequias y equimosis, mientras que las trombopatías más comúnmente causan hemorragias espontáneas y hematomas en las superﬁcies mucosas. La EvW suele cursar con hemorragia de mucosas (epistaxis, hematuria, melena). Los trastornos de la hemostasia secundaria producen hematomas y sangrado subcutáneo, muscular, articular o de cavidades corporales. Toma de muestras y almacenamiento: La preparación y recolección de muestras son primordiales para conseguir una adecuada precisión diagnóstica de la presencia o ausencia de una alteración de la hemostasia. Para ello se debe realizar una punción limpia y atraumática del vaso sanguíneo, y la proporción de anticoagulante debe ser la adecuada. Esto es especialmente cierto en las pruebas funcionales porque la contaminación de la muestra con factor tisular puede sesgar erróneamente los resultados. La 41 ifevet extracción con vacutainer es el método preferido ya que producirá menos hemólisis que la extracción con jeringa. Inmediatamente después de llenar los tubos, estos se invertirán 4-6 veces. El EDTA es el anticoagulante de elección para realizar el hemograma y el recuento plaquetario. El citrato sódico es el anticoagulante adecuado para valorar PT, aPTT, antitrombina, ﬁbrinógeno, PDFs y Ddímero. Un estudio determinó que la PT y aPTT no cambian después del almacenamiento a temperatura ambiente durante 24 horas, sin embargo, después de 48 horas se produce un aumento del 25% por encima del límite de referencia para ambos parámetros. Además, los factores VIII, IX y XI son inestables y el resultado de la aPTT se prolonga en el plasma canino que ha sido refrigerado a 4º C durante más de 3 días después de la recolección. El almacenamiento a 8º C afecta signiﬁcativamente la PT. Según estos estudios, el plasma canino se puede almacenar a temperatura ambiente hasta un máximo de 24 horas para la conservación de la estabilidad de la muestra. (Furlanello et al. 2001, Rizzo et al. 2008, Piccione et al. 2010) Valoración de la hemostasia primaria: - Recuento plaquetario: La trombocitopenia es el defecto adquirido de la hemostasia primaria más frecuente por lo que la valoración del número de plaquetas será el primer paso. Puede ocurrir como consecuencia de un mayor consumo, destrucción, dilución, secuestro y/o disminución de la producción. El riesgo de sangrado espontáneo teóricamente aparece con recuentos plaquetarios < 30.000 plq/mcL y se maniﬁesta mediante petequias, equimosis, hematomas, epistaxis, sangrado de la mucosa oral, melena, hematemesis, hemorragia intraocular, hematuria o sangrados prolongados tras traumatismo o venipunción. En personas críticamente enfermas, concentraciones de plaquetas menores de 100000 plaq/mcL se asocian con un riesgo de hemorragia 10 veces mayor que una concentración entre 100000-150000 plaq/mcL. El sangrado quirúrgico es poco común si la concentración de plaquetas es superior a 50000 plaq/mcL y los datos de pacientes humanos con cáncer sugieren que el riesgo de hemorragia espontánea no aumenta hasta que la concentración es menor de 20000 plaq/mcL (Ivanyi et al. 1987, Rebulla et al. 2001). Aunque existe solapamiento con otras causas, recuentos plaquetarios < 20000-30000 plaquetas/mcL suelen ser indicativos de trombocitopenia inmune (Cooper et al. 2016). Incluso, al comparar trombocitopenia inmune primaria y secundaria, el recuento plaquetario suele ser menor en la primaria (Grindem et al. 1991, 42 ifevet Makielski et al. 2018). Sin embargo, aunque la trombocitopenia es más grave en pacientes con trombocitopenia inmune, es importante descartar otras etiologías con recuentos bajos tales como sepsis, CID o ehrlichiosis. La trombocitopenia por consumo (CID secundaria a sepsis, traumatismo, anemia hemolítica inmunomediada…) con frecuencia dan como resultado un recuento de plaquetas entre 40000- 100000 plaq/ mcL, mientras que la destrucción de plaquetas mediada por el sistema inmunitario (trombocitopenia inmune) suele dar como resultado recuentos menores a 20000 plaq/mcL. Para conﬁrmar un recuento plaquetario bajo, el primer paso es conﬁrmar que la trombocitopenia es real mediante un recuento manual de plaquetas en el frotis sanguíneo. El frotis debe realizarse en las 4 primeras horas después de la extracción con la sangre almacenada a temperatura ambiente. La presencia de agregados plaquetarios como consecuencia de la extracción es una de las causas más frecuentes de pseudotrombocitopenia. Si se observan agregados plaquetarios, normalmente el recuento de plaquetas es suﬁciente para descartar hemorragia espontánea. Si no se observan agregados plaquetarios, el recuento manual puede estimarse multiplicando por 10.000-15.000 el recuento plaquetario medio en 10 campos de 100 aumentos en la zona de monocapa. De esta forma obtendremos el total de plaquetas por microlitro. La gravedad de la trombocitopenia se correlaciona inversamente con la supervivencia en personas críticamente enfermas, y la trombocitopenia sostenida durante 4 días se asocia con un aumento de 4 a 6 veces en la mortalidad. Valoración de la función plaquetaria: - El tiempo de sangrado de la mucosa oral es un test in vivo que nos permite valorar la función plaquetaria y el FvW. Mide el tiempo en que tarda en cesar el sangrado tras un corte estandarizado en longitud y profundidad en la mucosa oral. Se levanta el labio superior y se invierte para exponer la mucosa oral. Con el dispositivo se realiza la incisión estandarizada y la sangre que ﬂuye se irá secando con papel secante debajo de las incisiones (sin tocarla) para no interferir con la hemostasia primaria. Un tiempo de cese de sangrado superior a 4 minutos en pacientes con un recuento plaquetario normal es considerado anormal y podría ser indicativo de disfunción plaquetaria o EvW. Sin embargo, el tiempo de sangrado también puede prolongarse en pacientes con anemia, trombocitopenia e hiperproteinemia, 43 ifevet y está sujetas a variabilidad según el operador, por lo que carecen de especiﬁcidad (Brooks et al. 2009) - El analizador PFA-100 [Siemens Healthcare Diagnostics, Deerﬁeld, IL, EE. UU.] es un sistema que aspira sangre entera con citrato a través de una pequeña abertura con una membrana de celulosa preparada con agonistas para la agregación plaquetaria (p. ej. colágeno y ADP). Los agonistas desencadenan la adhesión, activación y agregación plaquetaria, que conduce a la oclusión de la membrana. La máquina mide el tiempo (hasta 300 segundos) que tarda el tapón de plaquetas en ocluir la apertura (tiempo de cierre) (Mischke et al. 2004). Una prolongación en el tiempo de cierre podría se indicativo de disfunción plaquetaria o EvW (Mischke y Keidel 2003). El analizador PFA-100 también está sujeto a artefactos preanalíticos causados por activación plaquetaria durante la extracción y el transporte de la sangre, retrasos prolongados (> 4 horas) en el análisis, o la presencia de anemia, trombocitopenia e hiperproteinemia (Callan y Giger 2001). - Valoración cuantitativa y/o funcional del FvW: La EvW (déﬁcit cuantitativo o cualitativo de FvW) produce un defecto extrínseco en la función plaquetaria al producir una alteración en la adhesión de las plaquetas al colágeno subendotelial. El FvW es medido mediante técnicas inmunológicas que detecta la concentración de la proteína, conocido como antígeno FvW (FvW:Ag). La actividad procoagulante de dicho factor se expresa como porcentaje respecto a la actividad normal. Los resultados son reportados en comparación con un paciente normal estándar que presenta el 100% o 100U/ml de FvW. Valores de actividad en el paciente entre 50-70% se consideran dudosos, mientras que valores inferiores al 50% (50 U/ml) son indicativas de EvW. La sangre se obtiene en tubos de EDTA o citrato, se centrifuga, se retira el plasma y se congela a -20ºC. La presencia de hemólisis puede producir un falso descenso del FvW. Aquellos pacientes críticamente enfermos (ej. SIRS o sepsis) podrían tener un falso incremento en la concentración de FvW debido al daño endotelial y su activación. También se pueden producir falsos incrementos en pacientes gestantes o durante el parto. Los portadores heterocigotos de EvW tipo 1 suelen tener menos de la mitad de la concentración normal de FvWF en plasma, mientras que los portadores homocigotos no producen virtualmente FvW. Los pacientes con EvW tipo II tienen una deﬁciencia cualitativa, por lo que no pueden ser identiﬁcados con este test. Para diferenciar la EvW tipo I y tipo II, el siguiente 44 ifevet paso será llevar a cabo mediciones funcionales para valorar la capacidad del FvW para unirse al colágeno (FvW:CBA). (Brooks 1992) - Los trastornos del ﬁbrinógeno (hipoﬁbrinogenemia, aﬁbrinogenemia o disﬁbrinogenemia) también pueden causar defectos extrínsecos en la función plaquetaria ya que el ﬁbrinógeno es necesario para la agregación de las plaquetas. Los defectos del ﬁbrinógeno pueden ser cualitativos (disﬁbrinogenemia) o cuantitativos (hipoﬁbrinogenemia o aﬁbrinogenemia). Además, pueden ser congénitos o adquiridos (por consumo, descenso de la síntesis hepática o por presencia de anticuerpos inhibidores), siendo las formas adquiridas mucho más frecuentes que las formas genéticas. Además de participar de la coagulación, el ﬁbrinógeno es una proteína de fase aguda que incrementa (hiperﬁbrinogenemia) durante la inﬂamación o infección. - La medición de micropartículas plaquetarias circulantes puede ser detectados mediante citometría de ﬂujo, por técnicas de adherencia de placa o por microscopía electrónica (Puddu et al. 2010). Las micropartículas pueden liberarse por células endoteliales, plaquetas y monocitos durante la inﬂamación y presentan un alto potencial protrombótico (Horstman et al. 2004). Aunque se han detectado niveles elevados de micropartículas circulantes en pacientes humanos con traumatismo, neoplasia y CID (Langer et al. 2008, Chironi et al 2009), el signiﬁcado de esta elevación aún no está claro, ya que, en algunos casos, la elevación de micropartículas podría ser una respuesta adecuada a la inﬂamación e indicar éxito en la resolución de la enfermedad (Soriano et al. 2005). - Test especíﬁcos para el diagnóstico de trastornos plaquetarios intrínsecos: Los trastornos plaquetarios intrínsecos son defectos en la propia plaqueta (anomalías en los receptores de membrana, en los gránulos de almacenamiento o en la transducción de señales) que afectan a su función. Los defectos plaquetarios intrínsecos que se han descrito en veterinaria incluyen la trombastenia de Glanzmann, síndrome de ChediakHigashi, hematopoyesis cíclica, deﬁciencias de adhesión de leucocitos, anomalía de May-Hegglin, anomal

4.Hematologia e Cardiologia.pdf

Document Details

Tags

Related

Full Transcript

Upgrade to continue