Histologie Générale (WMDS 1105) - 2024-2025 - Notes de Cours - PDF

WMDS 1105 - HISTOLOGIE GÉNÉRALE 2024-2025 Bonjour à toutes et tous ! Votre Professeur : Christophe Pierreux Le cours se donne en présentiel Le cours est enregistré* et sera disponible.... * Finalités pédagogiques * Disponi...

WMDS 1105 - HISTOLOGIE GÉNÉRALE 2024-2025 Bonjour à toutes et tous ! Votre Professeur : Christophe Pierreux Le cours se donne en présentiel Le cours est enregistré* et sera disponible.... * Finalités pédagogiques * Disponible via Moodle pour les inscrits * Accès durant toute l’année * Accord tacite sur votre consentement (droit au son...); voir note sur Moodle. A quoi pensez-vous ou qu’est-ce que vous vous dites lorsque vous voyez ceci ? www.wooclap.com/HISTO24 IM, SBIM  HISTOLOGIE ➔ Comprendre la micro-anatomie des cellules, des tissus et des organes et corréler la structure avec la fonction. Tissu = ensemble de cellules (ex.: épithélium) Organe = ensemble de tissus (ex.: pancréas) Système = ensemble d’organes (ex.: système digestif) Christophe PIERREUX Pôle de Biologie Cellulaire, Institut de Duve.  HISTOLOGIE, selon ChatGPT…. L’histologie est la science qui étudie les tissus biologiques. - Imaginez votre corps comme une grande ville, et les tissus sont les bâtiments de cette ville. L’histologie examine de près ces bâtiments (les tissus) pour comprendre leur structure, leur fonction et comment ils travaillent ensemble pour maintenir la ville (votre corps) en bonne santé. - Imaginez l’histologie comme un livre. Chaque cellule est comme une lettre, et lorsqu’elles sont organisées ensemble, elles forment des mots (les tissus). Ces mots combinés forment des phrases qui racontent une histoire (fonction de l’organe, du corps). - L’histologie c’est regarder à travers un microscope pour découvrir les détails de chaque élément qui compose votre corps, comme les cellules, les vaisseaux sanguins, les muscles… - L’histologie est essentielle pour comprendre la biologie de base de notre corps et comment il fonctionne.  HISTOLOGIE GÉNÉRALE (WMDS 1105) ➔ Etude des 5 tissus fondamentaux Introduction 1) Tissus épithéliaux 2) Tissus conjonctifs 3) Tissus nerveux 4) Tissus musculaires 5) Tissu sanguin  Introduction 1) Objectifs Etude des 5 tissus fondamentaux sur document et au microscope Le savoir : - Comprendre et utiliser le vocabulaire scientifique et médical - Enumérer les différents types de tissus - Définir les critères de reconnaissances des tissus - Connaître la localisation des tissus - Connaître le rôle des tissus et faire la relation entre structure et fonction 1  Introduction 1) Objectifs du cours Etude des 5 tissus fondamentaux au microscope Le savoir-faire : - Utiliser correctement un microscope optique (TP) + CYTOMINE (outil d’histologie virtuelle) - S’initier et être capable de poser un diagnostic histologique correct et complet  Identifier le type de document, de coloration et l’échelle (cours)  Analyser et observer complètement les images et coupes (Repérer, reconnaître, décrire : taille, forme, affinités tinctoriales, associations)  Structurer, hiérarchiser et synthétiser les observations  Intégrer, faire appel aux notions théoriques pour le diagnostic 2  Introduction 1) Objectifs du cours Etude des 5 tissus fondamentaux au microscope Le savoir-être : - Démontrer un comportement actif et une curiosité intellectuelle - Développer le sens de : l’analyse, la structuration, l’intégration, la rigueur scientifique, la curiosité, l’autonomie, du travail personnel et en groupe du respect du matériel mis à votre disposition 3  Introduction 1) Objectifs du cours ➔ Acquis d’apprentissage (AA) / Learning outcomes (LO) A la fin de ce cours, l’étudiant est capable de : Comprendre le vocabulaire scientifique et médical utilisé en sciences morphologiques, Utiliser ce vocabulaire à bon escient, Énumérer les différents types de tissus, Définir les caractéristiques cytologiques et histologiques des tissus, en d’autres termes leurs critères de reconnaissance, = CONNAITRE Expliciter la relation entre la forme, la structure d’un tissu ou d’une cellule et sa fonction, Localiser les tissus et les constituants tissulaires, Analyser un document morphologique (micrographie optique ou électronique, photographie macroscopique, préparation histologique au microscope) en suivant une démarche raisonnée pour établir un diagnostic structuré. = RECONNAITRE 4  Introduction 1) Objectifs du cours ➔ Acquis d’apprentissage (AA) / Learning outcomes (LO) A la fin de ce cours, l’étudiant est capable de : Analyser un document morphologique (micrographie optique ou électronique, photographie macroscopique, préparation histologique au microscope) en suivant une démarche raisonnée pour établir un diagnostic structuré. La démarche diagnostique comprend les étapes suivantes : - Identifier le type de document, de préparation, de coloration, - Repérer et reconnaître les différents constituants tissulaires, - Décrire les constituants tissulaires (forme, taille, affinités tinctoriales, mode d’association) en utilisant le vocabulaire adéquat et/ou à l’aide de schémas, - Dégager l’essentiel de l’accessoire, c.-à-d., hiérarchiser les résultats de l’observation en fonction de leur importance comme critère de reconnaissance, - Faire la synthèse des observations en utilisant les notions théoriques et, toujours, le vocabulaire adéquat, - Conclure en retenant un diagnostic CORRECT et COMPLET sur le document ou la préparation histologique. 5  Introduction 1) Objectifs du cours Etude des 5 tissus fondamentaux au microscope Méthode de travail : - Cours magistraux en auditoire (15-20 séances)  exposés théoriques avec photographies et schémas  visite guidées de coupes  exercices de diagnostic - Travaux pratiques 6  Introduction 1) Objectifs du cours Etude des 5 tissus fondamentaux au microscope Méthode de travail : - Cours magistraux en auditoire (15-20 séances) - Travaux pratiques en Vésale +1 (10 séances – obligatoires*)  Accès aux cours théoriques et à Cytomine (ordinateur)  Accès à la collection de coupes (microscope)  Travail actif au microscope, intégration de la théorie  Echanges, discussion avec l’équipe enseignante !!  Auto-évaluations informatisées sur les 5 types de tissus Munissez-vous d’un cahier pour vos dessins!  Introduction 1) Objectifs du cours Etude des 5 tissus fondamentaux au microscope Supports didactiques, livres et sites de références : - Cours magistraux disponibles sur Moodle - Exercices de diagnostic histologique (de boeck) - Atlas d’Histologie fonctionnelle de Wheater - Microscopie virtuelle : www.histology.be 8  Introduction 1) Objectifs du cours Etude des 5 tissus fondamentaux au microscope Examens* : En deux étapes (chaque partie vaut 50% des points): 1) Examen théorique : écrit (en début de session…. le premier jour) - QCM - QRM - QROC (question à réponse ouverte complète) et schémas légendés 2) Examen pratique : oral (si la note théorique > 7/20) - Diagnostic de tissus sur images - Diagnostic de tissus au microscope LIRE LA FICHE DESCRIPTIVE DU COURS ! 9  Introduction 2) Techniques histologiques Préparation d’un échantillon biologique (organe, biopsie, …) afin de l’observer au microscope 3 étapes 1) Fixation : pour préserver la structure du tissu 2) Enrobage/durcissement : pour sectionner le tissu 3) Coloration : pour observer/examiner le tissu 3 filières - Paraffine : étapes 1, 2 et 3 - Congélation : étapes (1), 2 et 3 - Résine : étapes 1, 2 (et 3) 10  Introduction 2) Techniques histologiques Préparation d’un échantillon biologique (organe, biopsie, …) afin de l’observer au microscope 2.1. Filière paraffine : 1) Fixation chimique dans le paraformaldéhyde (4-10%; 1-48 h)  immersion (ou perfusion)  formation de liens covalents entre les protéines (groupement amine (Lysine) des protéines) note : ne réagit pas avec les lipides ( faible fixateur des membranes cellulaires) 2) Enrobage  déshydratation dans des bains de concentrations croissantes en alcool (100%)  transfert dans un solvant organique (xylène ou toluène), miscible* dans l’alcool et la paraffine  imprégnation dans la paraffine liquide (60°C) et orientation de la pièce  solidification à température ambiante/glace  coupes au microtome (5-10 µm)  étalement sur lame de verre AVANTAGE : très bonne histologie DESAVANTAGE : extraction des lipides neutres (adipocytes, membranes) 11  Introduction 2) Techniques histologiques Préparation d’un échantillon biologique (organe, biopsie, …) afin de l’observer au microscope 2.1. Filière paraffine : 1) Fixation 2) Enrobage  coupes au microtome 12  Introduction 2) Techniques histologiques Préparation d’un échantillon biologique (organe, biopsie, …) afin de l’observer au microscope 2.2. Filière congélation : 1) Fixation chimique dans le paraformaldéhyde (4-10%; 1- 48 h)  immersion (ou perfusion)  formation de liens covalents entre les protéines (groupement amine (Lysine) des protéines) note : ne réagit pas avec les lipides (faible fixateur des membranes cellulaires) 2) Enrobage/durcissement - congélation de l’organe dans l’azote liquide (-196°C) - congélation de l’organe dans une solution de gelatine/sucrose (7,5%/15%) et conservation à -80°C - congélation de l’organe en OCT (Optimal Cutting Temperature) à -78°C (isopentane-carboglace) AVANTAGE : rapidité (salle d’opération – anatomo-pathologie)  coupes au cryostat (5-10 µm) (= microtome dans une enceinte refroidie à -20°C)  étalement sur lame de verre 13  Introduction 2) Techniques histologiques Préparation d’un échantillon biologique (organe, biopsie, …) afin de l’observer au microscope 2.2. Filière congélation : 1) Fixation 2) Enrobage/durcissement  coupes au cryostat (5-10 µm)  étalement sur lame de verre 14  Introduction 2) Techniques histologiques Préparation d’un échantillon biologique (organe, biopsie, …) afin de l’observer au microscope 2.3. Filière résine : 1) Fixation : - dans le glutaraldéhyde - dans le tetroxyde d’osmium (maintien des lipides!)  immersion (ou perfusion) 2) Enrobage/durcissement dans une résine très dure  déshydratation (extraction partielle des glucides)  coupes semi-fines (0,5 µm) avec couteau de verre (observation en microscopie optique/bleu de toluidine)  coupes ultra-fines (0,05 µm) avec couteau de diamant (pour observation en microscopie électronique) 15 16  Introduction 2) Techniques histologiques Préparation d’un échantillon biologique (organe, biopsie, …) afin de l’observer au microscope 2.4. Colorations : BUT : fournir un contraste coloré +/- spécifique des éléments tissulaires afin de les distinguer 2.4.1) Chimie des colorations  Connaître la composition chimique des échantillons histologiques (biologiques) - Structures des cellules et des tissus sont maintenues : nucléoprotéines, protéines du cytosquelette, protéines de la matrice extracellulaire, complexes protéique membranaires Note : Eléments structuraux (ex.: RER, filaments contractiles,…) = unités fonctionnelles, cad des indicateurs… - Certains constituants sont déplacés/refoulés par le fixateur (glycogène, hétérogène), d’autres sont imprégnables par l’eau (protéoglycans, peu colorable), ou perdus lors de la fixation (lipides neutres des adipocytes, blanc).  Connaître les bases chimique des colorations sur coupes - Colorants acides (-) et basiques (+) (ex.: H&E) - Métachromasie (ex.: bleu de toluidine) 17 - Aldéhydes et réactif de Schiff (ex.: PAS)  Introduction 2) Techniques histologiques Préparation d’un échantillon biologique (organe, biopsie, …) afin de l’observer au microscope 2.4. Colorations : 2.4.2) Colorations de routine - H&E (Hématoxyline ou Hémalun/Eosine) : « the most common dyes » Hématoxyline (bleu/mauve) : colorant cationique (basique) réagit avec constituants anioniques (ADN, ARN)  On parle de basophilie Eosine (rouge/rose) : colorant acide réagit avec groupements cationiques (protéines)  On parle d’éosinophilie ou d’acidophilie 18 hématoxyline éosine H&E  Introduction 2) Techniques histologiques Préparation d’un échantillon biologique (organe, biopsie, …) afin de l’observer au microscope 2.4. Coloration : 2.4.2) Colorations de routine - H&E - HES (Hématoxyline, Eosine, Safran)  Safran (jaune): fibres de collagène de type I - Trichrome de Masson Bleu (Hemalun, Fuchsine Acide ou Rouge Ponceau, Bleu d’aniline)  Bleu d’aniline : fibres de collagène de type I - Trichrome de Masson Vert (Hemalun, Fuchsine Acide ou Rouge Ponceau, Vert lumière)  Vert lumière : fibres de collagène de type I Note : Hématoxyline et Hémalun, même « principe » de coloration Note : Eosine, Fuchsine acide, Rouge Ponceau, même « principe » de coloration 19 Note : Safran, Bleu d’aniline, vert lumière, colorent les fibres de collagène HES TMB TMV  Introduction 2) Techniques histologiques Préparation d’un échantillon biologique afin de l’observer au microscope 2.4. Coloration : 2.4.2) Colorations de routine - principe de métachromasie : bleu de toluidine Ce colorant « basique » (comme d’autres) est en réalité chargé positivement et interagit avec des groupes chargés négativement. De plus, le bleu de Toluidine peut « changer »* de couleur (bleu à rouge/mauve) lorsqu’il se concentre à un endroit (car beaucoup de charge négative)  dimérisation, polymérisation Note: « changer » signifie émettre à une autre longueur d’onde 20  Introduction 2) Techniques histologiques Préparation d’un échantillon biologique (organe, biopsie, …) afin de l’observer au microscope 2.4. Coloration : 2.4.3) Colorations spéciales - Periodic Acid-Schiff ou P.A.S. : (rouge) Le PAS permet de mettre en évidence les glucides (glycosaminoglycans ou GAG, mucus ou mucigène)  marquage intense d’une structure appelée la lame basale (La lame basale contient des GAG) BC, capsule de Bowman C, capillaire du glomérule T, tubule du rein 21  Introduction 2) Techniques histologiques Préparation d’un échantillon biologique afin de l’observer au microscope 2.4. Coloration : 2.4.3) Colorations spéciales - Periodic Acid-Schiff ou P.A.S. : (rouge) Le PAS permet de mettre en évidence les glucides (glycosaminoglycans ou GAG, mucus ou mucigène)  marquage intense des gouttes de mucus (ou mucigène) (Certaines cellules produisent du mucus) PAS + bleu d’aniline (collagène I) 22  Introduction 2) Techniques histologiques Préparation d’un échantillon biologique afin de l’observer au microscope 2.4. Coloration : 2.4.3) Colorations spéciales - Periodic Acid-Schiff ou PAS ( rouge), - coloration Argent (noir), pour les structures argyrophiles  marquage de la matrice extracellulaire du foie qui contient du collagène III 23  Introduction 2) Techniques histologiques Préparation d’un échantillon biologique afin de l’observer au microscope 2.4. Coloration : 2.4.3) Colorations spéciales - Periodic Acid-Schiff ou PAS ( rouge), - coloration Argent (noir), - coloration aldéhyde fuschine/orcéine (violet/brun)  coloration des fibres élastiques (présentes en abondance dans la média des artères) Aldéhyde fuschine + vert lumière 24  Introduction 2) Techniques histologiques Préparation d’un échantillon biologique (organe, biopsie, …) afin de l’observer au microscope 2.5. ImmunoHistoChimie (IHC): Utilisation d’anticorps dirigés contre une protéine particulière + révélation chimique  Identifier un type cellulaire particulier : cellules à gastrine de l’estomac 25 H&E IHC α-gastrine (+hémalun)  Introduction 2) Techniques histologiques Préparation d’un échantillon biologique (organe, biopsie, …) afin de l’observer au microscope 2.6. ImmunoHistoFluorescence : Utilisation d’anticorps dirigés contre une protéine particulière + révélation en fluorescence  Identifier un type cellulaire particulier ou une structure sub- ou extra-cellulaire (ou plusieurs....) ImmunoHistoFluorescence (IHF) : - anti E-cadhérine (jonctions cellulaires en blanc), - anti Laminine (lame basale en rouge), - anti Ezrine (pole apical en vert) + coloration des noyaux (bleu) 26  Introduction 2) Techniques histologiques Préparation d’un échantillon biologique (organe, biopsie, …) afin de l’observer au microscope 2.7. Hybridation in situ : Utilisation d’une sonde complémentaire à un ARNm particulier ou à l’ADN FISH : sonde fluorescente s’hybridant à un gène présent sur ISH : sonde s’hybridant à un ARNm le chromosome X (vert) 27 codant pour un facteur de transcription  Introduction 3) Analyse de coupes en 2D En fonction de l’incidence de coupes d’un objet tridimensionnel, sa visualisation en 2D peut-être fort différente. CHALLENGE : reconstruction mentale de l’organisation de la structure (en 3D) observée ! 28  Introduction 3) Analyse de coupes en 2D En fonction de l’incidence de coupes d’un objet tridimensionnel, sa visualisation en 2D peut-être fort différente. CHALLENGE : reconstruction mentale de l’organisation de la structure (en 3D) observée ! 29 H&E (glomerule)  Introduction 3’) Analyse de tissus en 3D Ex.: Microscopie multiphotonique ou à feuille de lumière Fixation Marquage Transparisation Visualisation (Photographies tous les micromètres et sous différents angles) Reconstruction « informatique » ImmunoHistoFluorescence (IHF) : - anti Glucagon (ilots de Langerhans en bleu), - anti VE-cadherine (vaisseaux sanguins en rouge), - anti PDX1 (cellules pancréatiques en vert) 30  Introduction 4) Frottis : analyse de cellules entières, étalées sur lames Ex.: Frottis de sang, de moelle osseuse, de liquide bronchique, péritonéal, buccal ou vaginal Coloration May-Grunwald, Giemsa (M-G = éosine + bleu de méthylène) (G = éosine + azur de méthylène) 31  Introduction 5) Prérequis en cytologie (Cfr cours magistraux et TPs de biologie générale) Etre capable : - connaître les composants cellulaires (organites) (noyau, mitochondries, RER, REL, Golgi, vésicules d’endocytose, lysosomes, cytosquelette, jonctions…) - être capable de les reconnaître sur micrographies de microscopie électronique - de faire le lien entre microscopie optique et électronique - de faire le lien entre structure et fonction 32  Introduction 1) Objectifs du cours 2) Techniques histologiques 2.1. Filière paraffine 2.2. Filière congélation 2.3. Filière résine 2.4. Colorations - chimie des colorations - colorations de routine (HE, HES, TMB, TMV, métachromasie) - colorations spéciales (PAS, Argent, Aldéhydes-Fuschine) 2.5. Immunohistochimie (2.6. Immunohistofluorescence) (2.7. Hybridation in situ) 3) Analyse de coupes (en 2D) d’objets 3D 4) Frottis : analyse de cellules entières, étalées sur lames 5) Prérequis en cytologie 33 Introduction 32  1) Tissus épithéliaux 1.1) Epithélia de revêtement 1.2) Epithélia glandulaires ou glandes Epithélium - cellules étroitement associées, sans interposition de structures  Jonctions cellulaires et kératines associées aux desmosomes - cellules reposent sur une lame (ou membrane) basale  Séparation du chorion 34  1) Tissus épithéliaux 1.1) Epithélia de revêtement 1.2) Epithélia glandulaires ou glandes Jonctions cellulaires 1. Jonction serrée/étanche ou zonula occludens (tight junction) 2. Jonction intermédiaire ou zonula adherens (adherent junction) 3. Desmosome ou macula adherens 4. Jonction communicante (gap junction) 35 Note : jonction serrée est une frontière qui délimite/sépare deux domaines membranaires !  1) Tissus épithéliaux 1.1) Epithélia de revêtement 1.2) Epithélia glandulaires ou glandes Jonctions cellulaires 1 2 3 36 Note : jonction serrée est une frontière qui sépare deux domaines membranaires !  1) Tissus épithéliaux 1.1) Epithélia de revêtement 1.2) Epithélia glandulaires ou glandes Lame basale - Composition : laminine (trimères), réseau de fibres de collagène de type IV, fibres de collagène de type III (argyrophile – coloré en noir à l’argent), protéoglycans (coloré en rouge au PAS) - Aspect : fine bande de matériel fibrillaire en microscopie électronique mais peu visible en microscopie optique avec coloration de routine  Coloration au PAS ou à l’argent 37  1) Tissus épithéliaux 1.1) Epithélia de revêtement 1.2) Epithélia glandulaires ou glandes Lame basale - Composition : laminine, collagène de type IV, collagène de type III, protéoglycans - Aspect : fine bande de matériel fibrillaire en microscopie électronique - Rôles : Support de l’épithélium, barrière semi-perméable (excluant les grosses macromolécules), mémoire pour la reformation de l’épithélium si lésion (hépatite, coupure) 38