Diario de Laboratorio Prácticas 2024/2025 PDF

Diario de laboratorio Prácticas ASIGNATURA: Tecnologías y procesos industriales en alimentación AÑO ACADÉMICO: 2024/2025 PROFESOR: Alessandra Masa ESTUDIANTE: Marta Lasa Sara Jiménez Marta Oya Gil Farré Gael Cohen Qian Fandos GRADO EN GASTRONOMÍA Y ARTES...

Diario de laboratorio Prácticas ASIGNATURA: Tecnologías y procesos industriales en alimentación AÑO ACADÉMICO: 2024/2025 PROFESOR: Alessandra Masa ESTUDIANTE: Marta Lasa Sara Jiménez Marta Oya Gil Farré Gael Cohen Qian Fandos GRADO EN GASTRONOMÍA Y ARTES CULINARIAS Prácticas de laboratorio Índice de contenido 1. INTRODUCCIÓN............................................................................................................... 4 2. METODOLOGÍA................................................................................................................ 5 3. RESULTADOS................................................................................................................... 6 3.1. EXPERIENCIA 1: Preparación de medios de cultivo.............................................. 6 3.2. EXPERIENCIA 2: Clonación de hongos filamentosos y hongos con cuerpo frutífero......................................................................................................................................... 9 3.3. EXPERIENCIA 3: Microscopia óptica, tinción de Gram y Banco de diluciones (Microbiología).......................................................................................................................... 13 3.4. EXPERIENCIA 4: El uso del pH-metro, Medición de grados Brix y Contenido en Humedad, Termobalanza........................................................................................................ 23 3.5. EXPERIENCIA 5: Fraccionamiento por centrifugación......................................... 33 3.6. EXPERIENCIA 6: Contenido en sulfitos y Acidez Total........................................ 38 3.7. EXPERIENCIA 7: Capacidad emulsificante............................................................ 45 3.8. EXPERIENCIA 8: Capacidad de formación de espuma....................................... 50 4. CONCLUSIÓN................................................................................................................. 54 5. BIBLIOGRAFÍA................................................................................................................ 55 2 Prácticas de laboratorio Índice de Figuras Figura 1........................................................................................................................................ 8 Figura 2...................................................................................................................................... 12 Figura 3...................................................................................................................................... 12 Figura 4...................................................................................................................................... 12 Figura 5...................................................................................................................................... 18 Figura 6...................................................................................................................................... 18 Figura 7...................................................................................................................................... 19 Figura 8...................................................................................................................................... 19 Figura 9...................................................................................................................................... 20 Figura 10.................................................................................................................................... 21 Figura 11.................................................................................................................................... 21 Figura 12.................................................................................................................................... 22 Figura 13.................................................................................................................................... 27 Figura 14.................................................................................................................................... 27 Figura 15.................................................................................................................................... 28 Figura 16.................................................................................................................................... 30 Figura 17.................................................................................................................................... 30 Figura 18.................................................................................................................................... 31 Figura 19.................................................................................................................................... 31 Figura 20.................................................................................................................................... 35 Figura 21.................................................................................................................................... 35 Figura 22.................................................................................................................................... 36 Figura 23.................................................................................................................................... 37 Figura 24.................................................................................................................................... 37 Figura 25.................................................................................................................................... 42 Figura 26.................................................................................................................................... 44 Figura 27.................................................................................................................................... 49 Figura 28.................................................................................................................................... 49 Figura 29.................................................................................................................................... 53 3 Prácticas de laboratorio 1. INTRODUCCIÓN Este trabajo se recopilan las actividades realizadas durante las prácticas de laboratorio, organizadas en ocho sesiones grupales. Cada práctica se llevó a cabo siguiendo pasos claros, aplicando conceptos aprendidos previamente y utilizando los materiales y equipos necesarios. Todas las sesiones han sido registradas mediante apuntes y fotos, lo que nos ayudó a documentar los procesos y resultados de manera organizada. El objetivo de este trabajo es mostrar de forma sencilla y detallada cómo se desarrollaron las prácticas, qué métodos se usaron y cuáles fueron los resultados obtenidos. También se explican aplicaciones prácticas de cada técnica en la industria de los alimentos, destacando su utilidad en diferentes procesos. Con este documento queremos reflejar lo aprendido durante las prácticas y cómo estas experiencias nos ayudan a entender mejor la importancia de estos conocimientos en el ámbito académico y profesional. 4 Prácticas de laboratorio 2. METODOLOGÍA La metodología aplicada en este trabajo consistió en un enfoque práctico y teórico. Durante las sesiones de laboratorio, se realizaron diversas experiencias siguiendo instrucciones detalladas proporcionadas por los profesores, quienes guiaron las actividades en un entorno controlado. Cada práctica fue documentada mediante notas tomadas en clase y fotos de los procedimientos y resultados. Posteriormente, para complementar lo aprendido, se llevó a cabo una investigación exhaustiva de literatura científica relacionada con los temas abordados en el laboratorio. Esta investigación permitió reforzar los fundamentos teóricos, interpretar los resultados obtenidos y contextualizar las aplicaciones alimentarias de las técnicas estudiadas. El proceso incluyó los siguientes pasos: Preparación: Asistencia a las sesiones de laboratorio con materiales necesarios y conocimiento previo de los procedimientos a realizar. Ejecución: Desarrollo de las prácticas según los protocolos establecidos, anotando datos clave y observaciones importantes. Documentación: Registro visual y escrito de las actividades realizadas, asegurando la recopilación de datos precisos para su posterior análisis. Investigación bibliográfica: Búsqueda y análisis de artículos científicos para profundizar en los fundamentos teóricos y respaldar los resultados obtenidos. Elaboración del informe: Integración de las observaciones de laboratorio, resultados, y la información científica investigada en un documento claro y estructurado. Esta metodología garantizó un aprendizaje práctico, combinado con la fundamentación teórica, permitiendo una mejor comprensión de los conceptos y su aplicabilidad en la industria alimentaria. 5 Prácticas de laboratorio 3. RESULTADOS 3.1. EXPERIENCIA 1: Preparación de medios de cultivo FUNDAMENTO TEÓRICO El fundamento teórico para la preparación de medios de cultivo se basa en proporcionar a los microorganismos un ambiente adecuado para su desarrollo y estudio. Esto se logra mediante la combinación de nutrientes esenciales, factores de crecimiento y otros elementos que mantienen el equilibrio osmótico y pueden incluir indicadores selectivos según el objetivo del estudio. El medio puede ser sólido o líquido (como el agar o el caldo) y está diseñado para favorecer el crecimiento y la diferenciación de microorganismos específicos. Dado que los microorganismos tienen diferentes necesidades metabólicas, se han creado medios específicos para satisfacer estas variaciones. En resumen, los medios de cultivo sirven como soporte nutritivo para permitir el estudio y manipulación de microorganismos en condiciones controladas, adaptándose a sus necesidades metabólicas y objetivos experimentales. MÉTODO Determinar cuántas placas o tubos se necesitan y pesar los ingredientes con una balanza. Colocar el medio en polvo en un vaso de precipitado. Agregar agua destilada y mezclar bien en una placa agitadora con calefacción hasta que todo se disuelva. Usar un medidor de pH para verificar el nivel requerido. Corregir si es necesario, añadiendo unas gotas de ácido o base para alcanzar el pH correcto. Colocar la mezcla en la autoclave a 120 °C durante 20 minutos para eliminar microorganismos no deseados. Mientras se esteriliza el medio, etiquetar las placas con el tipo de medio y la fecha. Trabajar cerca de un mechero Bunsen o dentro de una campana de flujo laminar para evitar contaminación. 6 Prácticas de laboratorio Después de esterilizar, enfriar un poco el medio y verter 10 mL en cada placa Petri. Colocar las tapas de manera parcial para evitar condensación mientras el medio se solidifica. Una vez sólido, cerrar bien las placas y almacenarlas en un lugar adecuado (puede ser a temperatura ambiente o refrigeradas, dependiendo del medio). MATERIALES Y EQUIPOS Agar como base solidificante. Nutrientes específicos (extracto de levadura, peptonas). Agua destilada. Placas de Petri y tubos de ensayo. Vaso de precipitados. Placa agitadora con calefacción. Autoclave. pH-metro. Mechero Bunsen. Balanza de precisión. APLICACIÓN ALIMENTARIA La preparación de medios de cultivo en alimentos se utiliza para el control de calidad microbiológico, producción de alimentos fermentados, desarrollo de productos funcionales, aislamiento de cultivos específicos y evaluación de vida útil, garantizando seguridad, innovación y calidad en la industria alimentaria. RESULTADOS Y ANÁLISIS La práctica permitió familiarizarse con la composición y preparación de medios de cultivo, particularmente aquellos a base de agar, necesarios para el crecimiento y análisis de microorganismos. Aunque las placas ya estaban previamente preparadas, se trabajó con el objetivo de entender los pasos críticos involucrados en su elaboración, desde la combinación de nutrientes hasta la esterilización y vertido en condiciones asépticas. El aprendizaje se centró en identificar los elementos esenciales que componen los medios de cultivo sólidos y líquidos, como el agar y los suplementos nutritivos, así como en reconocer la importancia del ajuste de pH y la eliminación de contaminantes. 7 Prácticas de laboratorio El agar es un componente fundamental en microbiología, ampliamente valorado por su papel como agente solidificante en los medios de cultivo. Este material no solo proporciona un soporte físico idóneo para el crecimiento de microorganismos, sino que también facilita la manipulación y observación de colonias bacterianas individuales. Su estabilidad frente a variaciones de temperatura y su inercia química lo convierten en una herramienta esencial para el aislamiento y el estudio detallado de microorganismos, asegurando resultados confiables en las investigaciones microbiológicas. En este contexto, las condiciones asépticas son imprescindibles para evitar contaminaciones que podrían comprometer los resultados experimentales. La práctica enfatizó la importancia de técnicas de trabajo aséptico, como el uso del mechero Bunsen y la campana de flujo laminar, que aseguran un entorno libre de agentes externos contaminantes. Estas medidas son esenciales para garantizar la pureza y la reproducibilidad en cualquier experimento de laboratorio. Asimismo, se reflexionó sobre la versatilidad de los medios de cultivo y sus aplicaciones específicas. Un ejemplo destacado es el agar GC, utilizado principalmente en estudios clínicos y microbiológicos. Este medio, según un estudio del Instituto de Medicina Tropical “Pedro Kourí” (Llanes et al., 2004), ha demostrado ser eficaz en pruebas de susceptibilidad antimicrobiana de microorganismos como Neisseria gonorrhoeae. Este caso ilustra cómo los medios de cultivo desempeñan un papel crítico tanto en investigaciones clínicas como en el ámbito alimentario. Finalmente, la discusión resaltó la importancia de comprender no solo los aspectos técnicos, sino también las propiedades químicas y físicas de los materiales empleados. Los conocimientos adquiridos en esta práctica serán fundamentales para el desarrollo exitoso de experimentos futuros, especialmente aquellos que involucren cultivos específicos, como hongos, fortaleciendo así las competencias necesarias para abordar nuevos desafíos en microbiología Figura 1 Placas y diferentes tipos de agar 8 Prácticas de laboratorio 3.2. EXPERIENCIA 2: Clonación de hongos filamentosos y hongos con cuerpo frutífero FUNDAMENTOS TEÓRICOS El fundamento teórico de la clonación de hongos filamentosos y hongos con cuerpo fructífero se basa en la capacidad de estos organismos de reproducirse a partir de fragmentos de su estructura (como el sombrero o el tallo) o de sus esporas, colocándolos en un medio de cultivo nutritivo que favorezca el desarrollo del micelio. Este proceso permite obtener clones genéticamente idénticos a la cepa original, lo cual es esencial para garantizar la uniformidad en aplicaciones científicas e industriales, como la producción de alimentos fermentados, medicamentos y enzimas, además de facilitar el estudio y control del crecimiento de los hongos. Hongos con cuerpo fructífero: o Se toma un fragmento de la estructura del hongo, como el sombrero o el tallo. o Este fragmento se coloca en un medio de cultivo nutritivo (por ejemplo, agar PDA o agar de malta), que proporciona las condiciones adecuadas para el crecimiento del micelio. Hongos filamentosos: o Se utilizan esporas producidas por el hongo en su medio de cultivo o alimento. o Las esporas se inoculan en un medio de cultivo nutritivo, donde desarrollan su micelio. El objetivo es obtener micelio puro, ya que este representa la parte vegetativa del hongo, a partir de la cual se puede propagar el microorganismo de forma controlada y reproducible. Este método nos sirve para la conservación genética, la producción en masa y el control del cultivo. 9 Prácticas de laboratorio MÉTODO Etiquetar las placas Petri con el nombre del microorganismo y la fecha. Asegurarse de que el medio de cultivo esté correctamente preparado y esterilizado. Calentar un bisturí o cuchillo en el mechero Bunsen hasta que esté al rojo vivo. Dejar enfriar antes de usar para evitar dañar la muestra. Cortar un trozo pequeño (1 cm x 1 cm) de la parte interna del sombrero o tallo del hongo con el bisturí esterilizado. Colocar el fragmento cuidadosamente en el centro de una placa de cultivo con medio nutritivo. Cortar un trozo pequeño (1 cm x 1 cm) de la parte interna del sombrero o tallo del hongo con el bisturí esterilizado. Colocar el fragmento cuidadosamente en el centro de una placa de cultivo con medio nutritivo. Cerrar las placas Petri y sellarlas con parafilm o cinta adhesiva para evitar contaminaciones. Guardarlas en un lugar con las condiciones ambientales adecuadas para el crecimiento del micelio (generalmente a temperatura ambiente o controlada). Observar periódicamente las placas para verificar la formación del micelio y descartar posibles contaminaciones MATERIALES Y EQUIPOS Para esta práctica necesitaremos de 5 elementos, El hongo El medio donde querremos aplicar el hongo Un mechero bunsen o una vela, para poder conseguir un área óptima para trabajar el mi Placas de cultivo donde realizaremos toda la evolución del hongo Parafilm para asegurar que no se nos contamina la muestra 10 Prácticas de laboratorio APLICACIÓN ALIMENTARIA La clonación de hongos tiene diferentes aplicaciones en la industria alimentaria, como en la producción de alimentos fermentados (quesos, tempeh, sake), generación de enzimas para procesos industriales (amilasas, proteasas), elaboración de alternativas proteicas como micro proteínas y creación de saborizantes naturales. También se usa para desarrollar recubrimientos biológicos que prolongan la vida útil de productos frescos. Estas aplicaciones son todas sostenibles. RESULTADOS Y ANÁLISIS Durante la práctica, se prepararon y etiquetaron las placas de cultivo con el medio PDA y arroz previamente inoculado con Rhizopus oligosporus y Aspergillus sp.. Se seleccionaron fragmentos del hongo para ser colocados en el medio de cultivo bajo condiciones controladas. Para garantizar la esterilidad, se hizo uso de mecheros tipo Mouchauten, que crearon un ambiente libre de contaminantes en la zona de trabajo. Debido al número de participantes, no se utilizó la campana extractora de manera constante, lo que pudo incrementar levemente la probabilidad de contaminación cruzada. El procedimiento mostró la importancia del trabajo aséptico y de herramientas básicas como los mecheros Mouchauten, que fueron indispensables para minimizar riesgos de contaminación durante la manipulación de los hongos y el medio de cultivo. Los primeros signos del crecimiento del micelio indicaron que las condiciones del medio proporcionado, como el pH y los nutrientes, eran adecuadas para el desarrollo de los hongos seleccionados. De acuerdo con Pérez Quilantán (1996), Rhizopus oligosporus es un microorganismo clave en fermentaciones en estado sólido debido a su capacidad de metabolizar sustratos ricos en almidón, como el arroz, y enriquecerlos con proteínas. En esta práctica, el uso de arroz como sustrato resaltó su papel como base nutritiva para la clonación y propagación del micelio. Este proceso es esencial no solo para el control del crecimiento, sino también para aplicaciones biotecnológicas y alimentarias. Esta experiencia destacó la importancia de protocolos rigurosos y del uso correcto de herramientas de laboratorio para garantizar resultados confiables en microbiología. 11 Prácticas de laboratorio Figura 2 MEP de la práctica con los diferentes hongos y los mecheros Figura 3 Fragmento de arroz con hongo Figura 4 Resultado propagación del hongo 12 Prácticas de laboratorio 3.3. EXPERIENCIA 3: Microscopia óptica, tinción de Gram y Banco de diluciones (Microbiología) FUNDAMENTOS TEÓRICOS Tinción de Gram El fundamento teórico de la tinción de Gram se basa en diferenciar bacterias según las características de su pared celular, utilizando una serie de colorantes y soluciones químicas que generan contrastes visibles bajo el microscopio óptico. Este método emplea cuatro reactivos principales: Cristal violeta: Un colorante catiónico que penetra en todas las células bacterianas, tiñéndolas de violeta. Lugol: Fija el cristal violeta en la pared celular, formando un complejo insoluble. Alcohol-acetona: Desempeña el papel de decolorante. En las bacterias Gram positivas, el grosor de su pared de peptidoglicano retiene el complejo cristal violeta-lugol, mientras que, en las Gram negativas, la pared más delgada permite que el color se elimine. Safranina: Tiñe las bacterias Gram negativas de rojo, mientras que las Gram positivas permanecen violetas. El resultado permite clasificar las bacterias en dos grupos principales: Gram positivas: Violetas, debido a su gruesa capa de peptidoglicano. Gram negativas: Rojas, debido a la pérdida del colorante inicial y la posterior tinción con safranina. Este procedimiento en microbiología permite identificar rápidamente características estructurales y diferencias entre bacterias, facilitando su clasificación y estudio. 13 Prácticas de laboratorio Banco de diluciones El banco de diluciones es una técnica microbiológica que permite la estimación del número de Unidades Formadoras de Colonias (UFC) en una matriz alimentaria. Se basa en el principio de diluir progresivamente una muestra concentrada en un medio estéril hasta obtener una concentración manejable que permita el crecimiento de colonias individuales en un medio sólido. Este procedimiento utiliza diluciones seriadas, las cuales se realizan en factores constantes (generalmente 1:10) mediante la mezcla de un volumen fijo de la muestra con un diluyente (como suero estéril). Posteriormente, las diluciones obtenidas se siembran en placas de cultivo utilizando la técnica de extensión en superficie. El cálculo de las UFC se fundamenta en la fórmula: UFC/mL = N x D x 10 donde: N: Número de colonias contadas. D: Dilución utilizada. 10: Factor de corrección basado en el volumen sembrado (0.1 mL). El rango de colonias contadas en una placa debe estar entre 30 y 300 para garantizar la precisión y reproducibilidad del cálculo. Este método es ampliamente utilizado en microbiología alimentaria para evaluar la carga microbiana de alimentos, control de calidad y cumplimiento de normativas sanitarias. MÉTODO Tinción de Gram Preparación de la muestra: o Tomar una pequeña cantidad de yogurt con un hisopo. o Extender la muestra sobre un portaobjetos de manera uniforme. o Dejar secar al aire. Fijación de la muestra: o Pasar el portaobjetos suavemente sobre la flama de un mechero para fijar la muestra. Esto asegura que las bacterias no se desprendan durante el proceso. Aplicación de cristal violeta: o Cubrir la muestra con cristal violeta y dejar actuar por 1 minuto. o Enjuagar cuidadosamente con agua destilada para eliminar el exceso de colorante. Aplicación de lugol: 14 Prácticas de laboratorio o Añadir lugol sobre la muestra y dejar actuar por 5 segundos. o Enjuagar con agua destilada para eliminar el exceso. Decoloración: o Aplicar alcohol-acetona sobre la muestra por unos segundos para decolorar. o Enjuagar inmediatamente con agua para detener la decoloración. Contratinción con safranina: o Aplicar safranina sobre la muestra y dejar actuar por 10 segundos. o Enjuagar con agua para eliminar el exceso de colorante. Secado de la muestra: o Dejar secar al aire o usar papel absorbente con cuidado de no arrastrar la muestra. Observación al microscopio: o Colocar una gota de aceite de inmersión sobre la muestra. o Observar bajo el microscopio con el objetivo de inmersión (100x) y registrar los resultados. Banco de diluciones Preparación inicial: o Tomar 1 mL de la matriz alimentaria a analizar y añadirlo a un tubo de ensayo con 9 mL de suero estéril. Este constituye la primera dilución, correspondiente a 10^−1. o Mezclar vigorosamente la muestra con un agitador tipo Vortex para asegurar una dispersión homogénea. Preparación de diluciones sucesivas: o Extraer 1 mL del primer tubo de dilución (10^-1) y transferirlo a otro tubo con 9 mL de suero estéril, obteniendo así la dilución 10^-2. o Repetir este proceso tantas veces como sea necesario para lograr las diluciones deseadas (10^-3, 10^-4, 10^-5, 10^-6), siempre utilizando un tubo limpio con suero estéril. Extensión en superficie: o Tomar 0.1 mL de cada dilución con una pipeta estéril y extenderlo uniformemente sobre la superficie de una placa con medio de cultivo genérico utilizando una espátula estéril. 15 Prácticas de laboratorio Incubación: o Colocar las placas en una estufa calibrada a la temperatura y tiempo adecuados para permitir el crecimiento de las colonias. Este paso varía dependiendo del microorganismo objetivo. Conteo de colonias: o Observar las placas y contar las colonias que crecen en aquellas que presentan entre 30 y 300 colonias visibles. o Registrar los datos obtenidos para calcular las UFC/mL utilizando la fórmula previamente indicada. MATERIALES Y EQUIPOS Tinción de Gram Alcohol-acetona, para la decoloración Muestras que quieras utilizar Mechero bunsen para realizar la fijación de los tintes Cristal violeta y/o rojo Banco de diluciones Matriz alimentaria: Suero estéril Tubos de ensayo Medio de cultivo genérico Pipetas estériles APLICACIÓN ALIMENTARIA La tinción de Gram es una técnica esencial en microbiología alimentaria utilizada para garantizar la calidad y seguridad de los productos. Permite identificar rápidamente microorganismos presentes en alimentos y diferenciar bacterias beneficiosas, como las lácticas (Gram positivas), de posibles contaminantes o patógenos (Gram negativas). Es fundamental en el control de procesos fermentativos, como la producción de yogures, quesos y bebidas alcohólicas, asegurando la correcta proliferación de bacterias funcionales. Además, se emplea para monitorear la carga microbiana en alimentos vegetales y en el análisis de superficies y equipos de producción, minimizando riesgos de contaminación cruzada. En el desarrollo de alimentos probióticos, esta técnica verifica la viabilidad de microorganismos beneficiosos, garantizando los beneficios prometidos al consumidor y cumpliendo con normativas de seguridad alimentaria. 16 Prácticas de laboratorio Por otro lado, el banco de diluciones es una herramienta fundamental en la industria alimentaria, ya que permite realizar un control de calidad microbiológico efectivo al evaluar la carga microbiana presente en alimentos y bebidas, asegurando el cumplimiento de los estándares de seguridad alimentaria. Este método es especialmente útil para detectar y cuantificar microorganismos patógenos como Escherichia coli o Salmonella, garantizando que los productos sean seguros para el consumo humano. Además, se emplea en el monitoreo de procesos fermentativos, donde resulta esencial para evaluar el desarrollo de cultivos iniciadores en alimentos como quesos, embutidos o bebidas alcohólicas, donde los microorganismos beneficiosos son clave para la calidad final del producto. Otra de sus aplicaciones importantes es en el desarrollo de productos funcionales y probióticos, ya que permite controlar el número de bacterias beneficiosas presentes en alimentos como yogures enriquecidos con probióticos, asegurando su viabilidad y eficacia durante el tiempo de almacenamiento. Asimismo, esta técnica es utilizada para validar la vida útil de los productos alimentarios, evaluando la evolución de la carga microbiana durante su almacenamiento y permitiendo establecer fechas de caducidad que garanticen su inocuidad. En resumen, el banco de diluciones es una herramienta imprescindible para garantizar la seguridad, calidad y funcionalidad de los alimentos en el cumplimiento de normativas internacionales y en el desarrollo de productos innovadores. RESULTADOS Y ANÁLISIS Tinción de Gram Durante la práctica de tinción de Gram, realizamos dos intentos utilizando distintas muestras, pero en ninguno de los casos se obtuvo una muestra válida debido a errores técnicos en el proceso. En la primera prueba, al usar una muestra de kéfir, la fijación de la muestra con calor no se realizó correctamente, eliminando casi todo el material biológico y dejando únicamente residuos de tinta en el portaobjetos. El segundo intento con agua de peptona también fue fallido, reflejando la importancia de manejar con precisión la aplicación de calor y los tiempos de los reactivos. 17 Prácticas de laboratorio Figura 5 Secado muestra Figura 6 Diferentes tintes 18 Prácticas de laboratorio Figura 7 Resultado fallido A pesar de los resultados fallidos, la profesora nos mostró un ejemplo de cómo debería verse una tinción de Gram correctamente realizada bajo el microscopio: Las bacterias Gram positivas se observan de color violeta debido a la retención del complejo cristal violeta-lugol en su gruesa capa de peptidoglicano. Las bacterias Gram negativas se visualizan de color rojo tras perder el colorante inicial con alcohol-acetona y ser teñidas posteriormente con safranina. Figura 8 Mirando las muestras a través de microscopio 19 Prácticas de laboratorio Figura 9 Ejemplo de muestra bien hecha La tinción de Gram es una herramienta fundamental en microbiología, ya que permite diferenciar bacterias en función de las características de su pared celular. Esta diferenciación es esencial en el análisis microbiológico de alimentos para identificar posibles contaminantes y garantizar la seguridad alimentaria. Duro Fernández (2020) destaca que la tinción de Gram permite una rápida clasificación de microorganismos, facilitando así la detección de bacterias tanto beneficiosas como patógenas en productos alimentarios. Banco de diluciones En la práctica del banco de diluciones, trabajamos con muestras de kéfir, realizando una dilución seriada para estimar el número de unidades formadoras de colonias (UFC). La profesora destacó la importancia de repetir el procedimiento al menos tres veces para garantizar la fiabilidad de los resultados. Sin embargo, debido a que solo realizamos una prueba, los resultados obtenidos no son considerados del todo precisos. Además, observamos un desfase visual en la cantidad de muestra presente en uno de los tubos, que resultó ser mayor que en el resto, lo que afecta la consistencia de las diluciones. Este tipo de errores pone de manifiesto la necesidad de utilizar pipetas correctamente calibradas y mantener una concentración uniforme en cada dilución para evitar variabilidad en el recuento final. La correcta realización de las diluciones es crucial para obtener datos fiables en análisis microbiológicos, como lo menciona López, Knauth y Ávila (n.d.), quienes destacan que las diluciones seriadas permiten obtener resultados cuantitativos y estandarizados en la estimación de microorganismos presentes en una muestra. 20 Prácticas de laboratorio Figura 10 Diluyendo el kéfir Figura 11 Diluciones 21 Prácticas de laboratorio Figura 12 Pasando dilución final a la placa 22 Prácticas de laboratorio 3.4. EXPERIENCIA 4: El uso del pH-metro, Medición de grados Brix y Contenido en Humedad, Termobalanza FUNDAMENTOS TEÓRICOS El pH-metro funciona gracias a un voltímetro conectado a un electrodo sensible al pH y un electrodo de referencia. Al poner la sonda en una solución, se genera una diferencia de potencial eléctrica relacionada con la concentración de iones de hidrógeno, lo que ayuda a calcular el pH, que es el logaritmo negativo de dicha concentración. El refractómetro óptico es el principio de refracción de la luz, que ocurre cuando un rayo luminoso atraviesa un medio y cambia su dirección. El índice de refracción es proporcional a la concentración de sólidos solubles, como los azúcares, en una solución. Esta técnica se expresa en grados Brix, donde 1°Bx equivale a 1 gramo de sacarosa por cada 100 gramos de solución. La termobalanza, se fundamenta en la pérdida de peso del alimento por evaporación de agua en una muestra. Este equipo mide la variación de peso mientras que a la muestra se le va quitando la humedad, determinando el porcentaje de humedad final mediante la relación entre el peso inicial y final. MÉTODO El uso del pH-metro En la primera práctica, el objetivo fue medir el pH de diferentes líquidos usando un pH-metro. Para ello, primero nos enseñaron a calibrar el equipo siguiendo las especificaciones de los profesores, utilizando soluciones tampón de pH 4 y pH 7. Luego, se preparó el alimento líquido vertiéndolo en un vaso de precipitados. La sonda del pH-metro se introdujo en la muestra. Finalmente, esperamos a que la lectura del pH se estabilizara antes de registrar el valor. Durante el proceso el pH-metro presentó problemas con la calibración y no pudimos usar algunos de ellos, lo cual se solucionó revisando y poniéndolos en las soluciones que trae para volver a programarlo. Además, se observaron lecturas inestables en algunos momentos. Para resolver esto, Se tiene que dar tres pruebas y leygo hacer la media para poder tener un dato más exacto. 23 Prácticas de laboratorio Medición de grados Brix con refractómetro óptico En la práctica se mide la concentración de azúcares en varias muestras utilizando un refractómetro óptico. El procedimiento inició calibrando con agua según las instrucciones de las profesoras. Luego, se secó cuidadosamente el prisma del refractómetro para garantizar una medición precisa. Después, se puso una cantidad de muestra sobre el prisma y se observó la lectura de grados Brix a través de la escala del refractómetro. En algunos casos, como en el ph, la lectura no fue clara. Por lo cual toca limpiar correctamente la zona y tomar tres medidas para poder hacer media y tener un resultado exacto. Contenido en humedad con termobalanza En esta experiencia, se determinó el contenido de agua en diferentes alimentos sólidos mediante el uso de una termobalanza. El procedimiento comenzó colocando la muestra en la bandeja y registrando su peso inicial. A continuación, se encendió la resistencia calefactora, y se iba registrando el peso de la muestra hasta que se alcanzó una medida estable. Finalmente, se anotó el peso final y se calculó el porcentaje de humedad utilizando la fórmula que nos dieron la clase. En la práctica, no pudimos verlo correctamente ya que se nos había acabado el tiempo y tuvimos que pararlo antes de tiempo. Igual realizamos toda la fórmula que nos decían en la hoja de prácticas. MATERIALES Y EQUIPOS Uso del pH-metro Solución tampón pH 4 y pH 7 Vasos de precipitados Alimentos líquidos a analizar pH-metro de mesa/pH-metro portátil 24 Prácticas de laboratorio Medición de grados Brix con refractómetro óptico Muestras líquidas (kombucha, infusión de té, caldo) Pipetas Pasteur Vasos de precipitados Frasco lavador Refractómetro óptico Contenido en humedad con termobalanza Muestras sólidas Termobalanza APLICACIÓN ALIMENTARIA Las técnicas que se vieron en estas prácticas tienen muchas aplicaciones en la industria alimentaria. El pH-metro se usa para controlar la acidez en productos lácteos, bebidas y para controlar la fermentación, para poder garantizar la seguridad. El refractómetro permite controlar el contenido de azúcar en jugos, vinos y jarabes. Por último, la termobalanza determina el contenido de humedad en harinas, productos cárnicos, entre otros, asegurando la conservación. Estas herramientas son muy utilizadas e importantes para garantizar la seguridad y durabilidad de los alimentos 25 Prácticas de laboratorio RESULTADOS Y ANÁLISIS Uso del pH-metro Durante la práctica 01, calibramos el pH-metro utilizando soluciones tampón con valores de 4,02, 6,86 y 9,18, garantizando así la precisión del equipo. Posteriormente, medimos el pH de diversas muestras: té negro, kombucha, col lombarda, ácido cítrico, vinagre, bicarbonato y lejía. A continuación, se evaluó cómo la col lombarda afectaba el pH de estas soluciones y se observó visualmente un cambio de color hacia tonalidades más vibrantes. Los valores obtenidos fueron los siguientes: Té negro: pH 5,41 Kombucha: pH 2,96 Col lombarda: pH 5,9 Ácido cítrico: pH 1,95 Ácido cítrico con col lombarda: pH 2,10 Vinagre: pH 2,74 Vinagre con col lombarda: pH 2,79 Bicarbonato: pH 8,5 Bicarbonato con col lombarda: pH 8,5 Lejía: pH 11,03 26 Prácticas de laboratorio Lejía con col lombarda: pH 10,52 Figura 13 MEP medición de pH Figura 14 Medición y adición de col lombarda 27 Prácticas de laboratorio Figura 15 Cambio de pigmentación tras adición de la col Al añadir col lombarda a soluciones como el ácido cítrico y el vinagre, los tonos visuales se intensificaron a colores más eléctricos debido a los cambios en la estructura de los pigmentos de las antocianinas. Por el contrario, al agregar lejía, los colores desaparecieron, tornándose hacia tonalidades neutras y menos vibrantes. Según Andrés-Bello et al. (2013), el pH tiene un impacto crucial en los pigmentos responsables del color en los alimentos, como las antocianinas en vegetales y frutas. Las antocianinas son altamente sensibles a los cambios de pH, mostrando tonos rojos intensos en condiciones ácidas y transformándose a púrpura o azul en condiciones neutras o básicas. Este fenómeno fue evidente al observar cómo el pH alcalino de la lejía neutralizó los pigmentos, eliminando su color característico y llevándolos a tonalidades más pálidas o incoloras (Andrés-Bello et al., 2013). En conclusión, la práctica demostró la relación directa entre pH y los cambios de color observados en las soluciones con col lombarda, confirmando la influencia del pH en las propiedades visuales y estructurales de los pigmentos naturales. 28 Prácticas de laboratorio Medición de grados Brix con refractómetro óptico Durante esta práctica se evaluó la concentración de sólidos solubles, expresados en grados Brix, en diferentes muestras líquidas: kombucha, caldo normal, caldo reducido y té negro. Utilizando un refractómetro óptico, se obtuvieron los siguientes resultados: el caldo reducido alcanzó 35 Brix, el caldo normal 10 Brix, la kombucha 15 Brix y el té negro 5 Brix. Estos valores reflejan las diferencias en el contenido de sólidos solubles dependiendo del tratamiento térmico y de las características propias de cada muestra. El caldo reducido presentó el valor más elevado de 35 Brix. Este resultado se debe al proceso de concentración durante la reducción, donde el agua se evapora y los sólidos solubles, como sales, proteínas y nutrientes, se concentran en el líquido. La reducción es un proceso común en la industria culinaria para intensificar el sabor y espesar preparaciones, lo que explica el alto valor obtenido. Por otro lado, el caldo normal registró 10 Brix, un valor considerablemente más bajo. Esto se debe a que el caldo no fue sometido a un proceso de reducción, por lo que su concentración de sólidos solubles es menor. Sin embargo, el valor refleja la presencia de nutrientes, sales y otros compuestos disueltos provenientes de los ingredientes utilizados en la preparación, como carnes, huesos y vegetales. La kombucha, con un valor intermedio de 15 Brix, mostró un equilibrio entre azúcares residuales y productos de la fermentación. Durante el proceso de fermentación, los azúcares presentes en la kombucha se transforman parcialmente en ácidos orgánicos y gases, pero una parte de estos azúcares permanece en la bebida, lo que explica su concentración moderada de sólidos solubles. Este valor es característico de bebidas fermentadas con un perfil ligeramente dulce y ácido. En contraste, el té negro presentó el valor más bajo de 5 Brix. Este resultado es coherente con su naturaleza, ya que el té negro es una infusión que no contiene azúcares añadidos ni una alta concentración de sólidos solubles. Los valores obtenidos provienen únicamente de los compuestos naturales del té, como taninos, polifenoles y otros extractos que se disuelven en el agua durante la infusión. Los resultados obtenidos demuestran la influencia del tratamiento y la naturaleza de cada muestra en los grados Brix. El caldo reducido, al haber sido concentrado, mostró el mayor valor, mientras que el caldo normal, sin reducción, mantuvo un nivel moderado. La kombucha, al ser una bebida fermentada, presentó un valor intermedio debido a la 29 Prácticas de laboratorio presencia de azúcares residuales, en comparación con el té negro, que tuvo el valor más bajo por su contenido mínimo de sólidos solubles. La medición de Brix es ampliamente utilizada en la industria alimentaria para evaluar la calidad y el contenido de azúcar en bebidas y otros productos líquidos. Según Pérez López et al. (2023), las bebidas con contenido de azúcar añadido suelen registrar valores entre 4,5 y 14,1° Brix, con una relación directa entre los grados Brix y el porcentaje de sólidos disueltos totales, predominantemente azúcares. Esto coincide con los resultados observados en la kombucha y los caldos, donde el proceso de concentración y fermentación influye directamente en los valores de Brix obtenidos. Figura 16 Muestras Figura 17 Medición en el refractómetro 30 Prácticas de laboratorio Contenido en humedad con termobalanza En esta práctica utilizamos un macarrón seco como muestra para determinar su contenido de humedad mediante una termobalanza. La medición se realizó una sola vez, dado que el objetivo principal era comprender el funcionamiento del equipo, aunque se recalcó la necesidad de realizar al menos tres mediciones para obtener un valor promedio más fiable. Peso inicial W0: 0,698 g Peso final W1: 0,672 g Se calcularon los resultados usando la fórmula: o % de humedad = (W0 – W1/W0) x 100 Figura 18 Primera medición Figura 19 Segunda medición 31 Prácticas de laboratorio El valor obtenido fue 3,72% de humedad, lo cual es bajo y característico de productos secos como la pasta sin cocer. Los macarrones comerciales están diseñados para tener un contenido de humedad reducido (entre 10-12%) para evitar el crecimiento de microorganismos y garantizar su conservación durante largos periodos (Andrés-Bello et al., 2013). Sin embargo, el valor obtenido es más bajo de lo esperado, lo que puede deberse a varios factores: Medición única: No se realizaron múltiples mediciones, lo que limita la fiabilidad del resultado. Tamaño de la muestra: La pequeña cantidad utilizada puede afectar la precisión de la termobalanza. Tiempo de secado: No se aseguró un secado completo y estable debido a la limitación de tiempo. A pesar de estas limitaciones, la práctica fue útil para observar cómo la termobalanza permite cuantificar la humedad en alimentos sólidos de forma precisa. Este parámetro es crítico en la industria alimentaria, ya que influye en la calidad, conservación y estabilidad del producto. Según Granito et al., el contenido de humedad en productos como la pasta influye directamente en su durabilidad y textura. Al reducirse la humedad, los alimentos secos como la pasta son menos propensos al crecimiento microbiano, favoreciendo una vida útil más prolongada (Granito, Torres & Guerra, 2003). 32 Prácticas de laboratorio 3.5. EXPERIENCIA 5: Fraccionamiento por centrifugación FUNDAMENTOS TEÓRICOS La centrifugación es una técnica ampliamente utilizada en procesos de separación de componentes de una mezcla, basada en la diferencia de densidad de las partículas suspendidas en un fluido. Este proceso se logra aplicando fuerza centrífuga mediante un equipo denominado centrífuga, que permite la sedimentación acelerada de las partículas debido a la rotación a alta velocidad. En términos físicos, el principio de centrifugación se fundamenta en la ecuación de Stokes, que describe la velocidad de sedimentación de una partícula en un fluido, dependiendo de su diámetro, densidad, viscosidad del medio y aceleración aplicada. De esta manera, componentes más densos o de mayor tamaño sedimentan con mayor rapidez que los más ligeros. En la práctica, la centrifugación puede clasificarse en: Centrifugación diferencial: Utilizada para separar componentes según sus diferentes velocidades de sedimentación, como grasas y proteínas. Centrifugación por gradiente de densidad: Permite una separación más precisa al establecer un gradiente de densidad dentro del tubo de ensayo. El fraccionamiento por centrifugación en alimentos tiene diversas aplicaciones. Por ejemplo, permite separar la grasa de la leche, cuantificar la concentración de proteínas y obtener subproductos como suero o fases acuosas. La adición de solventes como el etanol facilita la precipitación de proteínas al desestabilizar su estructura, lo que ayuda a su separación. En este contexto, la técnica es esencial en la industria láctea para evaluar la calidad y composición de la leche y sus derivados. 33 Prácticas de laboratorio MÉTODO La práctica consistió en separar la grasa y la proteína de la leche mediante centrifugación. El procedimiento se llevó a cabo de la siguiente manera: Separación de la grasa: Se calentó la leche a 30 °C en un baño maría durante 20 minutos para homogeneizarla. Se centrifugó la muestra a 3405 rpm durante 10 minutos. Se dejó reposar la muestra en un baño frío para facilitar la separación. Finalmente, se filtró y pesó la grasa obtenida. Separación de la proteína: Se tomó leche desgrasada y se adicionó etanol en una relación 2:1 (etanol:leche). La mezcla se centrifugó a 3405 rpm durante 10 minutos. Las proteínas precipitaron y se separaron para su cuantificación. MATERIALES Y EQUIPOS Leche Etanol Tubos Falcon Pipetas Centrífugadora Baño maría Agitador magnético con control de temperatura Balanza APLICACIÓN ALIMENTARIA El fraccionamiento por centrifugación tiene múltiples aplicaciones en la industria alimentaria. Es fundamental en la producción y control de calidad de productos lácteos, ya que permite determinar la cantidad de grasa y proteína en la leche y sus derivados. Además, es una técnica clave en la fabricación de productos bajos en grasa, en el aislamiento de proteínas para productos dietéticos o suplementos, y en la separación de suero lácteo, el cual se utiliza en la elaboración de bebidas proteicas y otros alimentos funcionales. La precisión de este método facilita el cumplimiento de estándares de calidad y la optimización de procesos industriales 34 Prácticas de laboratorio RESULTADOS Y ANÁLISIS En la práctica de fraccionamiento por centrifugación, el objetivo principal fue la separación de la grasa y proteínas presentes en muestras de leche semidesnatada y leche entera, utilizando un proceso físico basado en la aplicación de fuerzas centrífugas. La práctica se realizó parcialmente, ya que no llevamos a cabo el centrifugado nosotros mismos debido a limitaciones de tiempo; en su lugar, se utilizaron muestras preprocesadas. Figura 20 Centrífuga Figura 21 Muestras de leche 35 Prácticas de laboratorio La leche semidesnatada mostró un contenido de grasa del 103,6%, mientras que la leche entera presentó un valor significativamente mayor de 427,27%. Estas cifras, aunque llamativas, son el resultado de un único ensayo, lo cual limita la fiabilidad de los resultados obtenidos al no contar con medidas repetidas para calcular una desviación estándar. Este aspecto es crucial en análisis experimentales para asegurar resultados precisos y reproducibles (García Martínez et al., 2013). En cuanto al contenido de proteínas, se calculó mediante la adición de etanol en una proporción de 3:1 (etanol:leche). El contenido proteico para la leche semidesnatada fue de 208%, mientras que para la leche entera se obtuvo 196%. Estas cifras reflejan la variabilidad natural entre tipos de leche debido a su composición nutricional. Finalmente, se determinó también la proporción de agua presente, siendo 688% para la leche semidesnatada y 676,73% para la leche entera, valores que coinciden con la predominancia del agua en la leche como principal componente. El fundamento teórico del método se apoya en la acción de las fuerzas centrífugas que separan los componentes de una mezcla en función de sus densidades, permitiendo obtener fases individuales: grasa, proteínas y suero acuoso. Este principio es esencial para aplicaciones en la industria láctea, donde métodos como el Gerber son utilizados para medir con precisión el contenido graso en la leche y sus derivados, garantizando así su calidad y cumplimiento de normativas (García Martínez et al., 2013). Figura 22 Colando 36 Prácticas de laboratorio Figura 23 Añadido de etanol Figura 24 Separación de la proteína 37 Prácticas de laboratorio 3.6. EXPERIENCIA 6: Contenido en sulfitos y Acidez Total FUNDAMENTOS TEÓRICOS Contenido en sulfitos La determinación del contenido de sulfitos en los alimentos se basa en el método Ripper, un método de valoración redox. El yodo (I₂) actúa como oxidante y reacciona con los sulfitos presentes en la muestra, generando ácido sulfúrico. Esta reacción cesa cuando todo el sulfito ha sido oxidado, momento en el que el exceso de yodo forma un complejo azul oscuro al interactuar con el almidón añadido como indicador. La medición de sulfitos se clasifica en dos categorías: Sulfuroso libre: Los sulfitos disponibles y activos, determinados mediante acidificación para evitar la interferencia de otros compuestos. Sulfuroso total: Incluye los sulfitos combinados que deben ser liberados previamente con una solución alcalina, como el NaOH, antes de su cuantificación. El exceso de sulfitos en alimentos puede ser perjudicial para la salud, causando reacciones adversas como alergias o problemas respiratorios, por lo que es crucial su medición y regulación en la industria alimentaria. Acidez total La acidez total mide la concentración total de ácidos presentes en un alimento, expresados generalmente como gramos de ácido equivalente por litro de muestra. Este parámetro es fundamental en la industria alimentaria para controlar la calidad de productos como vinos, jugos y lácteos. El método empleado es una valoración ácido-base, donde la muestra se titula con una base estándar, como hidróxido de sodio (NaOH), en presencia de un indicador (fenolftaleína) que cambia de color al alcanzar el punto de neutralización. La cantidad de NaOH utilizada en la valoración permite calcular la concentración de ácidos presentes en la muestra. 38 Prácticas de laboratorio La acidez total es un parámetro importante para garantizar el equilibrio sensorial, la estabilidad microbiológica y la calidad de los alimentos. MÉTODO Contenido en sulfitos Para el sulfuroso libre: Coloca 1 g de bicarbonato en un matraz. Añade 50 mL de la muestra de alimento. Agrega 1 mL de solución de almidón al 10% (es un indicador de color). Incorpora 5 mL de ácido sulfúrico al 25%. Agrega poco a poco una solución de yodo (I₂) hasta que la mezcla se ponga de color azul oscuro y ese color se mantenga. Para el sulfuroso total: Pon 50 mL de la muestra de alimento en un matraz. Añade 25 mL de NaOH (hidróxido de sodio) y deja reposar por 10 minutos para liberar los sulfitos combinados. Agrega 5 mL de ácido sulfúrico al 25%. Añade 1 g de bicarbonato y 1 mL de solución de almidón. Valora con la solución de yodo (I₂) poco a poco, hasta que el color azul oscuro se mantenga. Acidez total Tomar 10 mL de vino, 10 mL de leche o 2 mL de vinagre, según la muestra a analizar. Verter la muestra en un vaso de precipitados. Añadir 2-3 gotas de fenolftaleína a la muestra. Llenar una bureta con NaOH 0,1 N y titular la muestra poco a poco. Agitar continuamente hasta observar un cambio de color a rosado claro persistente. Registrar el volumen de NaOH utilizado. Utilizar la siguiente fórmula para calcular la acidez total: Acidez = VNaOH x N x M/ Vmuestra x 10 o VNaOH: Volumen de la solución de NaOH utilizada (mL). o N: Normalidad de la solución de NaOH. o M: Masa molecular del ácido predominante en la muestra. o Vmuestra: Volumen de la muestra (mL). 39 Prácticas de laboratorio MATERIALES Y EQUIPOS Balanza de precisión Bureta de 25 mL con soporte y pinza Pipetas graduadas Matraz Erlenmeyer de 250 mL Vaso de precipitados Agitador manual o magnético Cilindro graduado para medir volúmenes Material de vidrio general (vasos, matraces, probetas) APLICACIÓN ALIMENTARIA Los sulfitos tienen una aplicación fundamental en la industria alimentaria, principalmente como aditivos conservantes. Su función principal es prevenir el crecimiento de hongos y bacterias, así como evitar la oxidación y el deterioro del color en los alimentos. Estos compuestos son ampliamente utilizados en la conservación de vinos, frutas deshidratadas, jugos, vegetales en conserva y mariscos. En el caso del vino, los sulfitos juegan un papel esencial, ya que estabilizan el producto durante la fermentación y el almacenamiento, preservando su color, aroma y frescura. Además, ayudan a detener reacciones oxidativas no deseadas y mejoran la vida útil del producto, garantizando que llegue al consumidor en óptimas condiciones. Sin embargo, su uso debe ser estrictamente controlado debido a posibles reacciones adversas en personas sensibles, como alergias o problemas respiratorios (Rodríguez et al., 2018). La medición y control del contenido de sulfitos, tanto libres como totales, asegura el cumplimiento de los límites legales establecidos por la Unión Europea (UE), que son de 35-70 mg/L para sulfitos libres y 200 mg/L para sulfitos totales. Estos límites buscan garantizar tanto la seguridad alimentaria como la calidad del producto final Por otro lado, La acidez total en alimentos y bebidas, particularmente en el vino, es un parámetro crucial para determinar la calidad sensorial, frescura y estabilidad del producto. La acidez influye directamente en el sabor de los alimentos, ya que proporciona una sensación refrescante y equilibra otros componentes como el dulzor o el amargor. En el vino, el ácido tartárico es el principal responsable de la acidez, aportando estructura, estabilidad microbiológica y claridad. 40 Prácticas de laboratorio En la industria alimentaria, el control de la acidez permite asegurar que los productos sean seguros y agradables para el consumidor. Por ejemplo: En lácteos, la acidez es fundamental para procesos de fermentación en la producción de quesos y yogures. En jugos y salsas, mantiene la frescura y evita la proliferación de microorganismos. En vinos y vinagres, es un indicador clave de calidad y cumplimiento de normativas, ya que niveles adecuados de acidez preservan el producto durante su almacenamiento y distribución. Como se observó en la práctica, la medición de acidez total es un proceso sencillo y efectivo para evaluar la presencia de ácidos en el alimento. Valores de acidez dentro del rango estándar (0,6%-0,9% en vinos blancos) garantizan que el producto sea estable y de alta calidad, cumpliendo con las expectativas tanto del mercado como del consumidor final. RESULTADOS Y ANÁLISIS Contenido en sulfitos En la determinación de sulfitos, el primer intento arrojó los siguientes valores: Sulfitos libres: 12,8 mg/L. Este valor se encuentra por debajo del parámetro esperado de 35-70 mg/L. La baja concentración obtenida podría deberse a la volatilización de los sulfitos durante el proceso, especialmente al agregar ácido sulfúrico, lo que acelera la pérdida de dióxido de azufre (Rodríguez et al., 2018). Sulfitos totales: 64 mg/L, lo cual está dentro del límite permitido por la Unión Europea (