Mięso i przetwory mięsne PDF

Mięso i przetwory mięsne Mięsem nazywa się przeznaczone do spożycia części umięśnienia zwierząt rzeźnych. Ze względu na swój skład chemiczny (w zależności od rodzaju i rasy zwierzęcia mięso zawiera 59 - 80% wody, 10,7 - 15,6% białka i 2 - 26% tłuszczu) oraz prawie obojętny odczyn środowiska (...

Mięso i przetwory mięsne Mięsem nazywa się przeznaczone do spożycia części umięśnienia zwierząt rzeźnych. Ze względu na swój skład chemiczny (w zależności od rodzaju i rasy zwierzęcia mięso zawiera 59 - 80% wody, 10,7 - 15,6% białka i 2 - 26% tłuszczu) oraz prawie obojętny odczyn środowiska (pH = 6) stanowi znakomitą pożywkę dla rozwoju drobnoustrojów. Mikroflora mięsa świeżego. Drobnoustroje występujące na powierzchni tusz po uboju należą do różnych grup systematycznych i są prawie identyczne z tymi, które występują na skórze zwierząt, w glebie, przewodzie pokarmowym czy w najbliższym otoczeniu. Należą one do rodzaju Pseudomonas, Alcaligenes, Escherichia, Micrococcus, Streptococcus, Proteus, Bacillus, Clostridium. Z powierzchni świeżego mięsa izoluje się najczęściej pleśnie z rodzajów: Mucor, Rhizopus, Penicillium, Aspergillus, Cladosporium oraz drożdże: Candida, Rhodotorula, Saccharomyces, Torulopsis. Organoleptyczne zepsucia mięsa wyraża się zmianą jego zapachu i barwy. Wyczuwalne zmiany zapachowe towarzyszą mu wtedy, gdy liczba bakterii na powierzchni osiąga wartość 2 x 106 komórek/g, a zdecydowany niewłaściwy zapach pojawia się przy liczbie komórek 107/g. Rozwojowi bakterii w wewnętrznych partiach mięsa, przede wszystkim z rodzaju Clostridium, sprzyja wysoka temperatura otoczenia (25 - 40oC). Najpierw zwykle zaczyna się namnażać Cl. perfringens, który szybko obniża potencjał oksydoredukcyjny i stwarza dogodne warunki dla rozwoju ścisłych beztlenowców takich jak: Cl. oedematiens, Cl. bifermentas, Cl. histolyticum i Cl. sporogenes. Mięso świeże, po uboju, posiada wyraźną, lecz przemijającą, naturalną odporność ograniczającą rozwój drobnoustrojów. Wynika ona przede wszystkim z tego, że białka przez pewien czas zachowują przyżyciową strukturę, niewrażliwą na działanie enzymów bakteryjnych, którą tracą w miarę postępującego dojrzewania. Stopień namnożenia drobnoustrojów w mięsie zależy głównie od temperatury i wilgotności miejsca przechowywania. Przy wilgotności powietrza przekraczającej 90% obserwuje się wyraźny wzrost szybkości wzrostu mikroorganizmów, a powyżej 95% ich niezwykle gwałtowny rozwój. Największy wpływ na przebieg procesów mikrobiologicznych w świeżym mięsie ma temperatura. Najodpowiedniejsze warunki do przechowywania mięsa są wówczas, gdy temperatura otoczenia wynosi 0oC, wilgotność 85%. Rozwój bakterii mezofilnych jest w tych warunkach całkowicie zahamowany lub rozwijają się one bardzo słabo. W takiej temperaturze względnie dobrze mogą rozwijać się tylko niektóre szczepy Proteus. Dogodnym substratem dla rozwoju drobnoustrojów są sacharydy, które jako pierwsze ulegają rozkładowi. Bakterie tlenowe (Pseudomonas, Micrococcus) oraz pleśnie i drożdże łatwo przyswajają sacharydy wydzielając CO2 i H2O. Przy braku lub ograniczeniu dostępu tlenu w wyniku działalności bakterii beztlenowych gromadzą się kwasy organiczne. Rozkład białek mięsa pod wpływem mikroorganizmów nazywamy gniciem. Przemiany te rozpoczynają bakterie tlenowe, które wykorzystując tlen stwarzają dogodne warunki dla rozwoju beztlenowców. W mięsie zepsutym dominują drobnoustroje proteolityczne, głównie Psedomonas, które wytwarzają elastynę – enzym rozkładający tkankę łączną, co umożliwia penetrację drobnoustrojów w głąb tkanki mięśniowej. Występują również rodzaje Moraxella, Acinetobacter, Proteus, Alcaligenes, Aeromonas. Spośród produktów rozkładu białek, zachodzących pod wpływem mikroorganizmów szczególne znaczenie mają związki chemiczne toksyczne dla człowieka: histamina, neuryna, kadaweryna, indol, skatol, fenol, krezol itp. Rozkład tłuszczu następuje w późniejszych fazach psucia się mięsa. Polega on na stopniowej hydrolizie tłuszczów pod wpływem lipaz do wolnych kwasów tłuszczowych i glicerolu. W procesie tym uczestniczą przede wszystkim pałeczki z rodzaju Pseudomonas, laseczki z rodzajów Bacillus i Clostridium oraz drożdże i pleśnie. Mikroflora przetworów mięsnych  Kiełbasy. Jakość mikrobiologiczna kiełbas zależy głównie od jakości surowca. Przyczyną dodatkowego zanieczyszczenia mikrobiologicznego kiełbas mogą być przyprawy, które zwykle zawierają bardzo liczną, przeważnie przetrwalnikującą mikroflorę oraz jelita używane na powłoki kiełbas. Psucie się kiełbas zależy najczęściej od rozwoju laseczek tlenowych i beztlenowych przetrwalnikujących oraz pałeczek G (-). Gatunek Bacillus subtilis dominujący w świeżo wyprodukowanych kiełbasach wywołuje śluzowacenie i ciągliwość farszu kiełbas połączone z powstawaniem charakterystycznego zapachu amoniakalno - stęchłego. Na powłoce kiełbas, zwłaszcza przechowywanych w pomieszczeniach wilgotnych, występują szare naloty złożone z ziarniaków i drożdży. Śluzowacenie powierzchni może być spowodowane rozwojem ziarniaków lub pałeczek z rodzaju Pseudomonas. Obserwuje się również pleśnienie kiełbas wywołane najczęściej przez grzyby z rodzaju Aspergillus i Mucor. Inną grupę stanowią kiełbasy dojrzewające typu salami, które poddaje się samorzutnej lub sterowanej fermentacji w odpowiednich warunkach wilgotności i temperatury. W pierwszym okresie dojrzewania decydującą rolę odgrywają mikrokoki, którym przypisuje się wytwarzanie pożądanego aromatu oraz bakterie z rodzaju Aeromonas biorące udział w redukcji azotanów do azotynów i związanej z tym zmianie barwy. Pod koniec tego etapu następuje tzw. kwitnienie kiełbas, które pokrywają się białym nalotem złożonym głównie z drożdży i mikrokoków. W drugim okresie dojrzewania główną rolę odgrywają bakterie kwasu mlekowego z rodzaju Lactobacillus (Lb. plantarum, Lb. brevis, Lb. leichmani), które powinny stanowić mikroflorę dominującą w produkcie finalnym. Wędzonki. Do tej grupy zalicza się szynki, bekon, boczek itp. Mikroflorę szynek stanowią bakterie z rodzaju Clostridium, gronkowce oraz paciorkowce, grzyby z rodzaju Aspergillus (A. niger, A. flavus, A. ruber) i Penicillium (P. frequentans, P. variable). Utrwalanie mięsa i jego przetworów. Do najczęściej stosowanych sposobów utrwalania mięsa zalicza się zamrażanie, peklowanie i sterylizację. Surowiec przeznaczony do dłuższego przechowywania magazynuje się w stanie zamrożenia. Temperatura poniżej -10oC całkowicie hamująca procesy mikrobiologiczne umożliwia przechowywanie mięsa przez okres 6 miesięcy. Zamrażanie nie niszczy przetrwalników bakterii i zarodników pleśni. Rozpowszechnionym sposobem konserwowania mięsa, zwłaszcza przeznaczonego na przetwory, jest peklowanie. Polega ono na poddaniu mięsa działaniu soli kuchennej z dodatkiem saletry, a często również azotynów. Świeżo przygotowane solanki peklujące zawierają niewielką ilość bakterii, rzędu 104 kom/mL, głównie halofilnych, z rodzaju Achromobacter, Pseudomonas, Micrococcus, Vibrio. Rodzaj mikroflory solanek w istotnym stopniu zależy od ich składu. W solankach stosowanych w Polsce, zawierających zarówno azotyny, jak i azotany spotyka się bakterie z rodzaju Micrococcus, Staphylococcus, Lactobacillus, Sarcina, Leuconostoc, Escherichia, Bacillus. Stopień mikrobiologicznego zanieczyszczenia solanek zależy ponadto od stanu higienicznego mięsa poddawanego peklowaniu oraz stanu sanitarnego zakładu. Do utrwalania konserw mięsnych stosuje się sterylizację. Konserwy sterylizowane powinny być jałowe, jednak często stwierdza się w nich obecność drobnoustrojów. Niecałkowite wyjałowienie może być spowodowane silnym zakażeniem surowca, niewłaściwie przeprowadzoną sterylizacją lub wyjątkową opornością niektórych przetrwalników. Duży wpływ na wrażliwość termiczną bakterii wywierają czynniki środowiskowe. Obecny w konserwach tłuszcz izoluje bakterie od wody i działa ochronnie, z kolei niskie pH oraz podwyższone stężenia soli obniżają ich ciepłooporność. Dużą grupę stanowią konserwy o tzw. jałowości handlowej; zawierające niewielkie ilości drobnoustrojów, które, w zwykłych warunkach przechowywania nie powodują ich psucia, gdyż nie są zdolne do rozwoju w konserwie. Psucie się konserw wywołane jest głównie przez mezofilne laseczki beztlenowe (Clostridium sporogenes, Cl. perfringens) i połączone jest z bombażem puszek. Obecność mikroflory nieprzetrwalnikującej świadczy o nieprawidłowo przeprowadzonej sterylizacji. Zakres badań mikrobiologicznych jest uzależniony od rodzaju mięsa i jego przetworów (Tabela 1). Tabela 1. Kierunki badań mikrobiologicznych mięsa i produktów mięsnych Badany produkt Kierunek badań Ogólna liczba drobnoustrojów mezofilnych Enterobacteriaceae Bakterie fermentacji mlekowej Świeże mięso przechowywane w Brochotrix thermosphacta warunkach beztlenowych oraz ze względów epidemiologicznych: Salmonella, Staphylococcus aureus, Campylobacter jejuni Ogólna liczba drobnoustrojów Mięso rozdrobnione Enterobacteriaceae oraz ze względów epidemiologicznych: Salmonella, Staphylococcus aureus, Campylobacter jejuni, Yersinia enterocolitica Ogólna liczba drobnoustrojów Surowe wyroby Enterobacteriaceae ( szynka, kiełbasa) Bakterie fermentacji mlekowej Gronkowce drożdże i pleśnie Ogólna liczba bakterii Wyroby parzone Bakterie fermentacji mlekowej Brochotrix thermosphacta Obowiązujące od 15 listopada 2005 roku Rozporządzenie Komisji Wspólnoty Europejskiej Nr 2073/2005 w sprawie kryteriów mikrobiologicznych, dotyczących środków spożywczych oraz odpowiednie normy dla wędlin (PN-A-82007) i mięsa mielonego (PN-A- 82009) określają wymagania mikrobiologiczne dla mięsa i produktów mięsnych (Tabela 2). Tabela 2. Wymagania mikrobiologiczne dla mięsa i produktów mięsnych Nazwa produktu Wymagania mikrobiologiczne Mięso mielone oraz wyroby a) pałeczki z rodzaju Salmonella – nieobecne w 10 g * mięsne przeznaczone do b) bakterie tlenowe mezofilne - poniżej 5 x 106 jtk. w 1 g spożycia po obróbce c) bakterie z grupy coli – poniżej 5 x 102 jtk. w 1g termicznej d) gronkowce chorobotwórcze - poniżej 5 x 103 jtk. w 1g Wyroby mięsne E. coli – poniżej 5 x 103 jtk w 1 g Tusze drobiowe a) pałeczki z rodzaju Salmonella – nieobecne w 25 g b) bakterie tlenowe mezofilne - poniżej 5 x 106 jtk. w 1 g Tusze wieprzowe a) pałeczki z rodzaju Salmonella – nieobecne w 25 g b) bakterie tlenowe mezofilne - poniżej 1 x 105 jtk / cm2 c) Enterobacteriaceae - poniżej 1 x 103 jtk / cm2 Tusze wołowe, baranie, kozie i a) pałeczki z rodzaju Salmonella – nieobecne w 25 g końskie b) bakterie tlenowe mezofilne - poniżej 1 x 105 jtk / cm2 c) Enterobacteriaceae - poniżej 2,5 x 104 jtk / cm2 Wędliny surowe i surowo a) pałeczki z rodzaju Salmonella – nieobecne w 25 g wędzone b) gronkowce chorobotwórcze – nieobecne w 0,1 g c) pałeczki z grupy coli – nieobecne w 0,001 g Pozostałe wędliny a) pałeczki z rodzaju Salmonella – nieobecne w 25 g b) gronkowce chorobotwórcze – nieobecne w 0,1 g c) pałeczki z grupy coli – nieobecne w 0,01 g d) beztlenowe pałeczki przetrwalnikujące – nieobecne w 0,01 g * od 1.01.2010 – nieobecne w 25 g Cel ćwiczenia. Poznanie mikroorganizmów skażających mięso i przetwory mięsne oraz kierunków i metod badań mikrobiologicznych tych środowisk. Wykonanie ćwiczenia Materiał badawczy stanowią: - mięso mielone - pasztet - kiełbasa parówkowa Prowadzący ćwiczenia wskaże zadania badawcze do wykonania przez poszczególne zespoły studentów. 1. Przygotować zawiesinę wyjściową badanego produktu i serię rozcieńczeń. 10 g badanego produktu mięsnego, naważonego w warunkach jałowych umieścić w worku do Stomachera i zalać 90 mL jałowego płynu do rozcieńczeń. Całość homogenizować w Stomacherze przez około 2 min., po czym przelać z worka do jałowej kolbki (rozcieńczenie 10-1). Następnie przygotować kolejne 10-krotne rozcieńczenia (10-2 i 10-3). 2. Oznaczyć ogólną liczbę drobnoustrojów. 1 mL zawiesiny wyjściowej (10-1), oraz jej kolejnych rozcieńczeń (10-2 i 10-3) przenieść za pomocą jałowej pipety na dwie równoległe płytki Petriego Płytki zalać 20 mL upłynnionej i schłodzonej do temperatury około 45oC pożywki agarowej z peptonem kazeinowym, ekstraktem drożdżowym i glukozą. Całość starannie wymieszać, wykonując ostrożne ruchy w kształcie ósemki i pozostawić do zestalenia. Odwrócone do góry dnem płytki inkubować w temperaturze 30oC przez 72 godz., po czym policzyć kolonie. Wynik podać jako liczbę j.t.k. w 1 g badanego produktu. 3. Oznaczyć ogólną liczbę drożdży i pleśni. Na dwie płytki Petriego przenieść za pomocą jałowej pipety po 1 mL zawiesiny wyjściowej (10-1), a na dwie kolejne po 1 mL rozcieńczenia 10-2. Posiewy zalać pożywką z oksytetracykliną lub chloramfenikolem. Posiane płytki inkubować w temperaturze 30oC przez okres 3-5 dni. Policzyć kolonie wyrosłe na płytkach po 3, 4, i 5 dniu inkubacji. Wynik podać jako średnią liczbę j.t.k./g badanego produktu pochodzącą z trzech odczytów 4. Wykonać oznaczenie na obecność bakterii proteolitycznych. Do probówki zawierającej upłynniony bulion z żelatyną wprowadzić 1 mL zawiesiny wyjściowej (10-1) lub jej kolejnego 10-krotnego rozcieńczenia. Po posiewie materiał dokładnie wymieszać z pożywką i inkubować w temperaturze 30oC przez 48h. Po inkubacji posiewy przenieść do lodówki na około 2h. O wyniku dodatnim świadczy całkowite upłynnienie pożywki. Wyniki przedstawić jako obecne/nieobecne w 0,1g lub 0,01 g produktu. 5. Wykonać oznaczanie liczby bakterii mlekowych. Za pomocą jałowej pipety przenieść po 1 mL zawiesiny wyjściowej (10-1) i jej kolejnych 10-krotnych rozcieńczeń (10-2, 10-3) na dwie równoległe płytki Petriego. Płytki zalać około 20 mL upłynnionej i schłodzonej do około 45oC agarowej pożywki MRS. Bakterie kwaszące typu mlekowego rosną w postaci bezbarwnych kolonii o średnicy od l do 3 mm. Mogą tworzyć formy gwiaździste lub soczewkowate. Po inkubacji w temperaturze 30oC przez 72h policzyć wyrosłe na płytkach kolonie Wynik przedstawić jako j.t.k. bakterii kwasu mlekowego w 1g lub 0,1 g produktu. 6. Wykonać oznaczenie na obecność i NPL gronkowców koagulazo-dodatnich (Staphylococcus aureus). A) Wykrywanie obecności gronkowców Bezpośrednio przed użyciem podłoże Giolitti-Cantoni należy odpowietrzyć przez ogrzanie w temp. 100oC przez 15 min., a następnie po ochłodzeniu do temp. ok. 45oC dodać 0,1 mL 1% r-ru tellurynu potasu. Zawiesinę wyjściową w ilości 1 mL posiać do probówki zawierającej 10 mL zmodyfikowanej pożywki Giolitti-Cantoni. Podłoże następnie zalać warstwą rozpłynnionego agaru wodnego lub płynnej parafiny. Posiew inkubować w temp. 37oC przez 24 godz. O wyniku dodatnim świadczy zaczernienie pożywki lub występowanie czarnego osadu. Wynik podać jako obecne lub nieobecne w 0,1 g badanego produktu. B) Oznaczanie NPL gronkowców Do trzech probówek zawierających 10 mL zmodyfikowanej pożywki Giolitti-Cantoni o podwójnym stężeniu przenieść po 10 mL zawiesiny wyjściowej (10-1), następnie do trzech probówek z pożywką Giolitti-Cantoni o podstawowym stężeniu przenieść po 1mL zawiesiny wyjściowej. Dalsze rozcieńczenia dziesiętne (10-2, 10-3) posiewać po 1mL do trzech równoległych probówek z podstawową pożywką Giolitti-Cantoni. Przed posiewem należy podłoże ogrzać jak opisano powyżej i uzupełnić tellurynem potasu. Do podłoża o podwójnym stężeniu należy dodac 0,2 mL r-ru tellurynu. Wszystkie posiewy zalać następnie warstwą rozpłynnionego agaru wodnego lub płynnej parafiny. Posiewy inkubować w temp. 37 oC przez 24-48 godz. O wyniku dodatnim świadczy zaczernienie pożywki lub występowanie w probówce czarnego osadu. Wyniki dodatnie z posiewu kolejnych rozcieńczeń do trzech równoległych probówek zapisać jako sekwencję cyfr. NPL bakterii w 1 g badanego produktu obliczyć zgodnie z opisem zamieszczonym w rozdziale 4C. 7. Wykonać oznaczenie na obecność i oznaczanie NPL bakterii z grupy coli. A) wykrywanie obecności bakterii z grupy coli Do probówki zawierającej 10 mL płynnego podłoża z siarczanem sodowo-laurylowym oraz rurką Durhama przenieść 1 mL zawiesiny podstawowej (10-1). Posiew inkubować w temperaturze 30oC przez 24 - 48 h. O wyniku dodatnim świadczy obecność gazu w rurkach Durhama. B) Oznaczanie NPL bakterii z grupy coli Do trzech probówek zawierających 10 mL pożywki z siarczanem sodowo-laurylowym o podwójnym stężeniu przenieść po 10 mL zawiesiny wyjściowej (10-1), następnie do trzech probówek z 10 mL w/w pożywki o podstawowym stężeniu i rurkami Durhama przenieść po 1mL zawiesiny wyjściowej. Dalsze rozcieńczenia dziesiętne (10-2, 10-3) posiewać po 1mL do trzech równoległych probówek z podstawową pożywką. Posiewy inkubować w temperaturze 30oC przez 24-48 h. Wyniki dodatnie (obecność gazu w rurkach Durhama) z posiewu kolejnych rozcieńczeń do trzech równoległych probówek zapisać jako sekwencję cyfr. NPL bakterii w 1 g badanego produktu obliczyć zgodnie z opisem zamieszczonym w rozdziale 4C. 8. Oznaczyć liczbę bakterii beztlenowych redukujących siarczany(IV). Przenieść 5 mL zawiesiny wyjściowej do jałowej probówki, a następnie umieścić ją w łaźni wodnej i ogrzewać w temperaturze 75oC przez 20 minut, po czym szybko schłodzić. Następnie po 1 mL zawiesiny i jej kolejnych dziesięciokrotnych rozcieńczeń (10-2, 10-3) przenieść do dwóch probówek zawierających upłynniony (ostudzony, do około 45oC) agar z siarczanem(IV) żelaza(III). Po zestaleniu pożywki do każdej probówki wlać około 3 mL tej samej pożywki jako warstwę pokrywającą. Posiewy inkubować w temperaturze 37oC przez 48 godz. Beztlenowe bakterie redukujące siarczyny rosną w podłożu żelazowo – siarczanowym w postaci czarnych kolonii ewentualnie otoczonych czarna strefą. Policzyć kolonie tylko w tych probówkach, w których są one wyrażanie oddzielone od siebie. Wyniki przedstawić jako liczbę j.t.k. w 1 mL lub w 1 g badanego produktu. 9. Wykonać oznaczanie liczby bakterii Bacillus cereus. Na dwie równoległe płytki z podłożem MYP nanieść 0,1 mL zawiesiny wyjściowej oraz jej kolejnych 10-krotnych rozcieńczeń (10-2, 10-3). Inokulum dokładnie rozprowadzić jałową głaszczką po powierzchni podłoża nie dotykając boków płytki. Posiewy inkubować w temp. 30oC przez 18 – 48 godz.. Do liczenia kolonii wybrać płytki zawierające mniej niż 150 kolonii Kolonie Bacillus cereus są duże, różowe i otoczone strefą zmętnienia. Wynik podać jako liczbę kolonii w przeliczeniu na gram produktu. Wyniki zebrać w Tabeli 3 i wyciągnąć wnioski. Tabela 3. Wyniki analizy mikrobiologicznej (…nazwa produktu…) Nazwa badania mikrobiologicznego Obecność NPL Liczba j.t.k. / mL (g) Ogólna liczba drobnoustrojów x x Drożdże i pleśnie x x Bakterie proteolityczne x x Bakterie mlekowe x x Staphylococcus aureus x Bakterie grupy coli x Bakterie beztlenowe redukujące siarczany(IV) x x B. cereus x x X – nie oznaczano