Régulation de l’expression des gènes procaryotes PDF

BIO1101-A-A24-Complément-Séance 9 Régulation de l’expression des gènes procaryotes Initiation Chez les procaryotes, l’ARN polymérase se lie d’abord au promoteur dans un complexe fermé, où les deux brins d’ADN demeurent l iés. Le complexe polymérase-promoteur subit alors une transition vers le comple...

BIO1101-A-A24-Complément-Séance 9 Régulation de l’expression des gènes procaryotes Initiation Chez les procaryotes, l’ARN polymérase se lie d’abord au promoteur dans un complexe fermé, où les deux brins d’ADN demeurent l iés. Le complexe polymérase-promoteur subit alors une transition vers le complexe ouvert où le site d’initiation de la transcription est positionné dans le site actif de la polymérase. Subséquemment, la polymérase doit échapper au promoteur et commencer la transcription. Durant cette étape d’initiation de la transcription que la plupart des gènes sont régulés. Généralités sur les mécanismes de régulation La polymérase ne se lie que faiblement à beaucoup de promoteurs. En général les éléments reconnus par le complexe de l’ARN polymérase à ces promoteurs sont incomplets. L’ARN polymérase ayant une plus faible affinité pour ces promoteurs, elle ne s’y lie qu’occasionnellement. Lorsqu’elle s’y lie, cependant, elle peut spontanément transiter du complexe fermé au complexe ouvert et initier la transcription. Ces événements donnent un faible taux de transcription constitutif qu’on appelle le taux de base de la transcription. Les promoteurs forts présentent donc un taux de base élevé et les promoteurs faibles un taux de base bas. Interférence avec l’ARN polymérase Moduler la liaison de l’ARN polymérase au promoteur est la façon la plus simple pour influencer la transcription. Plusieurs gènes sont régulés ainsi chez E. coli. Les répresseurs se lient à des séquences nommées opérateurs, qui chevauchent habituellement le promoteur pour en bloquer l’accès. La transcription est ainsi diminuée. Les activateurs se lient généralement à la fois à des séquences à proximité du promoteur et à l’ARN polymérase. Cette liaison stabilise la polymérase au promoteur, augmentant le temps de liaison et donc la probabilité d’initi er la transcription. La transcription est augmentée par rapport au taux basal et on dit qu’elle est activée. Mécanismes indirects La liaison d’un activateur est nécessaire pour provoquer la transition vers un complexe ouvert et initier la transcription. On dit que ces activateurs fonctionnent par allostérie car ils se fixent sur un autre site de l’ARN polymérase pour stimuler son activité. Chez les bactéries, les sites de liaison des régulateurs sont souvent à proximité du promoteur, mais pas uniquement. L’interaction de protéines liées à des sites éloignés sur l’ADN est possible car on peut créer des boucles dans l’ADN. Certaines protéines ont pour fonction de « plier » l’ADN, ce qui favorise, par exemple, l’interaction avec un activateur allostérique lié à l’ADN à un site éloigné du promoteur. L’opéron lactose L’étude de la réponse de E. coli à un changement de milieu a permis de mettre en évidence que l’organisme pouvait répondre à son environnement en modulant l’expression de certains gènes. E. coli utilise préférentiellement le glucose comme source d’énergie métabolique. Si on change le milieu de culture contenant habituellement du glucose pour un milieu contenant du lactose comme source de sucre, la croissance est momentanément interrompue. Elle reprend cependant après quelques minutes, correspondant au temps nécessaire aux bactéries pour produire les enzymes lui permettant de convertir le lactose en glucose et galactose. L’expression de ces gènes a été induite par l’introduction du lactose dans le milieu de culture. L’opéron lac L’opéron lactose comporte les séquences codant trois enzymes nécessaires au métabolisme du lactose, sous contrôle d’un seul promoteur: lacZ code la β-galactisodase, qui clive le lien β-ose entre le glucose et le galactose pour libérer le glucose; lacY code la lactose perméase, qui permet le transport du lactose à travers la membrane plasmique; finalement, lacA code une transacétylase permettant à la cellule d’éliminer les thiogalactosides qui peuvent être transportés par la lactose perméase. La région du promoteur de l’opéron contient deux séquences régulatrices: l’opérateur qui lie le répresseur LacI; Le site CAP qui lie un activateur. En absence de lactose Le gène lacI se situe en amont de l’opéron lactose et est sous contrôle d’un promoteur constitutif, c’est-à-dire sans régulation, à un taux de base constant. Le produit du gène lacI est la protéine LacI, qui agit comme un répresseur. Le répresseur LacI est un tétramère avec deux domaines de liaison à l’ADN. Il reconnaît spécifiquement la séquence opérateur située dans le promoteur de l’opéron lactose. Sa liaison à l’opérateur bloque l’accès à l’ARN polymérase et l’opéron n’est pas exprimé. En présence de lactose et glucose Si du lactose est présent dans le milieu contenant du glucose, l’opéron est exprimé à son niveau basal. Le lactose est l’inducteur de l’opéron. Lorsqu’il est présent, il se lie au tétramère LacI et induit un changement dans la conformation de la protéine qui ne peut al ors plus se lier à l’ADN. En absence de LacI à l’opérateur, l’opéron peut s’exprimer. Cette expression est encore relativement faible étant donné que la séquence du promoteur de l’opéron lactose n’est pas optimale pour la liaison de la polymérase. Puisque la présence de lactose permet l’expression de l’opéron en enlevant la répression, on dit qu’il induit la dérépression du promoteur. Reconnaissance de l’ADN par Lac I Deux domaines doivent lier l’ADN simultanément pour que LacI puise s’y associer fortement. Le site de liaison de LacI est une séquence de 21 nucléotides contenant deux motifs symétriques qui sont presqu’une répétition inverse, c’est-à-dire que la même séquence apparaît sur chacun des brins lorsque lus de 5’ vers 3’. Ainsi, chaque demi-site lie un des deux domaines de liaison de LacI. La liaison de l’inducteur lactose aux sous- unités vient modifier le positionnement des sites de liaison à l’ADN, de sorte qu’ils ne peuvent plus se lier simultanément à l’opérateur ce qui réduit grandement l’affinité de LacI pour cette séquence. En absence de glucose: activation La cellule répond à l’absence de glucose en augmentant le taux d’AMP cyclique (AMPc). Cette réponse métabolique permet d’activer, entre autre, l’opéron lactose s’il est déréprimé. L’AMPc se fixe sur la protéine CAP (catabolite activator protein) et induit un changement de conformation. Contrairement à LacI, le changement de conformation produit est favorable à la liaison de CAP sur une séquence d’ADN située j uste en amont du promoteur de l’opéron lactose. CAP se lie donc à proximité du promoteur et interagit avec l’ARN polymérase pour stabiliser son association au promoteur et multiplier le taux de transcription de l’opéron. CAP Chez les procaryotes, la protéine CAP se présente sous forme d’un homodimère, c’est-à-dire un dimère constitué de deux peptides identiques, positionnés en miroir. Chaque monomère comporte un motif de liaison à l’ADN présentant une hélice alpha capable de s’adapter au grand sillon de l’ADN. L’AMPc agit comme un activateur allostérique de la protéine CAP. L’AMPc forme des liens hydrogène avec les chaînes latérales de deux résidus dans le domaine central de la protéine. Cette liaison fait pivoter les hélices alpha qui sont ainsi rapprochées et placées dans un angle plus favorable pour lier l’ADN au site activateur. Lorsque CAP est lié à l’ADN près du promoteur, il induit une certaine courbure dans l’ADN et stabilise l’association de l’ARN polymérase au promoteur en interagissant avec le domaine C-terminal des sous-unité α. Liaison au promoteur Chez E. coli, certains promoteurs forts ont une séquence nommée élément up directement reconnue par le prolongement C-terminal des sous- unités α de l’ARN polymérase. La liaison de CAP à l’ADN et à l’ARN polymérase simultanément a exactement le même effet stabil isateur sur la polymérase, rendant le promoteur fort, mais seulement en sa présence. Comprendre l’opéron lac Expériences de Jacob et Monod François Jacob et Jacques Monod ont décrit en détail le fonctionnement de l’opéron lactose au début des années 60. La clef pour comprendre la régulation des gènes de l’opéron a été l’étude d’une série de lignées mutantes dans lesquelles la synthèse de la β -galactosidase et de la lactose perméase était affectée. Mais surtout, la découverte de facteurs F’ contenant une partie de la région de l’opéron lactose a permis de conduire des expériences de complémentation génétique. Le facteur F’ permet la conjugaison des bactéries. IPTG Les autres clefs étaient chimiques, et représentent les molécules permettant la détection de l’activité de l’opéron. D’abord, l’IPTG (isopropyl-β- thiogalactoside) est un analogue non hydrolysable du lactose. L’IPTG peut induire l’expression de l’opéron, mais n’est pas dégradé par la β- galactosidase. Il permet donc de garder constante l’expression de l’opéron pendant assez longtemps pour accumuler des quantités détectables des enzymes produites par l’expression de l’opéron. Xgal Un autre analogue du lactose peut être utilisé pour mesurer l’activité de la β-galactosidase. Cette molécule est le 5-bromo-4-chloro-3-indolyl-β- galactoside, ou Xgal. Dans cette molécule, le galactose est conjugué au bromo-chloro-indolyl plutôt qu’au glucose. Lorsque conjugué, l’indolyl est incolore, mais lorsque libéré, il produit une couleur bleue assez intense. On peut ainsi facilement identifier les colonies où la β-galactosidase est active, puisqu’en présence de Xgal, les colonies sont bleues. Les bactéries sans activité LacZ demeurent blanches. Pour ce qui est du produit de lacY, la lactose perméase, son activité pouvait être suivie en mesurant l’incorporation de lactose radiomarqué. Génotype et phénotype : Type sauvage Les expériences menées avec les souches mutantes par Jacob et Monod consistaient à enregistrer l’activité des gènes lacZ et lacY en absence ou en présence d’IPTG. Avec l’opéron normal, de type sauvage, le répresseur LacI se lie à l’opérateur et empêche la polymérase d’induire la transcription de l’opéron. En absence d’inducteur, ici l’IPTG, aucune activité LacZ ou Lac Y ne devrait être enregistrée. En revanche, si l’inducteur IPTG (ou lactose) est ajouté, les deux gènes lacZ et lacY devraient être actifs. On détecterait donc la couleur bleue produit e par le Xgal et l’incorporation de la radioactivité, indiquant que les gènes lacZ et lacY sont transcrits et que les deux enzymes sont actives. Génotype et phénotype : Type lacI- Les mutants les plus intéressants de la collection de Jacob et Monod étaient ceux localisés sur le gène lacI. Dans le mutant lacI-, le répresseur LacI n’est pas fonctionnel et ne peut pas se lier à l’ADN. Si le répresseur n’occupe pas l’espace sur l’opérateur, la polymérase peut donc se lier au promoteur et induire la transcription de lacZ et lacY. Les deux produits seront donc détectables, même en absence d’IPTG. Et, évidemment, également en présence d’IPTG. Le phénotype de la mutation lacI- est donc un opéron constitutivement (c’est-à-dire toujours) actif. Génotype et phénotype : Type sauvage et lacI- Dans ce troisième exemple, les bactéries étudiées contenaient deux versions de l’opéron. L’opéron de type sauvage, et le mutant lacI-. Sans l’inducteur, les gènes lacZ et lacY sont inactifs. Cependant, en présence d’IPTG, les gènes lacZ et lacY sont actifs. Le phén otype sauvage est donc rétabli. C’est à partir de ce résultat que Jacob et Monod ont conclu que lacI devait être un facteur « extérieur » à l’opéron, capable de venir moduler son expression. En effet, bien que le mutant lacI- soit inactif, la copie sauvage produit une protéine LacI fonctionnelle, capable de venir inhiber tant l’opéron sauvage que l’opéron muté. On dit que LacI est un facteur trans, c’est-à-dire qu’il peut moduler tant l’expression de son propre opéron, que celle d’un opéron situé ailleurs dans le génome, ici, en l’occurence, sur un autre ADN incorporé par conjugaison. Bien sûr, en présence d’IPTG, ni le LacI non fonctionnel ni le LacI sauvage ne se lient à l’ADN. Le phénotype sauvage est donc complètement rétabli, ou complémenté, par la présence d’une seule copie de LacI sauvage, puisque LacI peut agir en trans. Génotype et phénotype : Type Oc À l’opposé des facteurs trans, on désigne les éléments affectant les séquences liant ces facteurs éléments cis. Le fonctionnement de ce type d’éléments est démontré par la mutation Oc (O constitutif). Dans ce mutant, la séquence opérateur ne correspond plus aux nucléotides reconnus par LacI. Le répresseur ne peut donc pas se lier à l’opérateur, même si le répresseur est pleinement fonctionnel. En termes de phénotype, le mutant Oc est donc identique au mutant lacI-, les gènes lacZ et lacY étant actifs même en absence de l’inducteur. En présence d’IPTG, la conformation de LacI est bien modifiée, mais puisque l’opéron était déjà actif, l’ajout de l’inducteur n’a ici aucun effet. On a donc bien le même phénotype qu’avec lacI-. Génotype et phénotype : Type sauvage et Oc Ici, la présence d’une copie sauvage de l’opéron est incapable de complémenter le phénotype mutant. Même si l’opéron sauvage est effectivement inhibé par LacI, l’opéron Oc ne peut toujours pas lier LacI et continue de produire LacZ et LacY. Et bien sûr, en présence de l’inducteur, les gènes lacZ et lacY sont toujours produits. Le phénotype est donc différent de celui de lacI-. À partir de ces résultats, on conclut que la séquence opérateur mutée continue d’affecter l’expression de l’opéron muté, et n’est pas influencée par la présence d’un facteur extérieur produit par le génome sauvage. La séquence opérateur est donc un élément cis. Ces concepts d’action en trans ou en cis reflète la complémentarité des éléments régulateurs. En effet, LacI est une protéine qui a un effet répresseur sur l’expression de l’opéron lactose. Mais LacI ne peut agir sur l’opéron que si elle est capable de se lier à l’ADN dans la région du promoteur, précisément à la séquence opérateur. Ainsi, les mutations affectant lacI agissent sur leur propre copie autant que sur les copies normales. En revanche, une mutation sur la séquence opérateur qui empêche la liaison de LacI à son promoteur, n’affectera l’expression que de cette copie précise de l’opéron. LacI est un élément trans, le site opérateur est un élément cis. Autres opérons Facteurs σ alternatifs Le promoteur de l’opéron lactose, comme la plupart des gènes de E. coli, est reconnu par σ70. Mais d’autres facteurs σ peuvent diriger l’ARN polymérase vers d’autres promoteurs. Par exemple, σ32 est induit par les chocs thermiques. Lorsque les bactéries subissent un tel choc, le niveau de σ32 augmente. Le facteur σ70 est délogé d’une partie des ARN polymérases par cette augmentation, et le taux de transcription des gènes ayant un promoteur reconnu par σ32 augmente en conséquence. Contrôle par échange de sous-unités σ Le bactériophage SPO1 infecte les bactéries Bacillus subtilis et induit leur lyse après s’être multiplié dans son hôte. Le phage doit donc exprimer ses gènes selon une séquence précise pour assurer son cycle de reproduction. L’ordre de cette séquence est assuré par une succession de facteurs σ contrôlant différents gènes. Les gènes précoces sont d’abord exprimés par l’ARN polymérase associée à l’équivalent de σ70 pour B. subtilis. Parmi ces gènes précoces, le facteur σ28 est exprimé fortement. σ28 déloge les facteurs σ bactériens de la polymérase et dirige le complexe de transcription vers les gènes intermédiaires de SPO1. Un autre facteur σ, σ34, est alors transcrit. σ34 déloge à son tour σ28 de la polymérase et induit la transcription des gènes tardifs du bactériophage. Le bactériophage a alors complété son cycle et le produit des gènes tardifs peur assurer la lyse de la bactérie. Certains activateurs fonctionnent par allostérie Certains activateurs fonctionnaient par allostérie en provoquant la transition du complexe fermé au complexe ouvert. C’est le cas du facteur NtrC qui active ainsi l’expression du gène glnA chez E. coli. La glutamine synthétase (GlnA) permet à la bactérie d’utiliser l’amm oniac comme source d’azote. Le promoteur de glnA est reconnu par σ54 plutôt que σ70. Contrairement à σ70, l’ARN polymérase associée à σ54 ne peut pas transiter spontanément vers le complexe ouvert. L’activateur NtrC se lie à l’ADN sur une séquence située environ 150 nt en amont du pro moteur de glnA. Il interagit également avec la polymérase par la formation d’une boucle dans l’ADN. La liaison de NtrC à l’ADN est activée lorsque le taux d’azote dans le milieu est faible. NtrC ne peut lier l’ADN que s’il est phosphorylé par la kinase NtrB. NtrC lui-même a une activité ATPase qui lui permet d’induire le changement de conformation nécessaire pour que la polymérase puisse transiter vers le complexe ouvert et initier la transcription. Activation par MerR Le gène merT est important pour la résitance au mercure des bactéries. Son expression est contrôlée par l’activateur MerR. MerR est un activateur particulier, car il ne se lie pas à l’ARN polymérase. Le promoteur du gène merT est reconnu par le facteur σ70, mais est inhabituel car ses boîtes -10 et -35 sont éloignées de 19 paires de bases plutôt que 17 dans les promoteurs optimaux. De ce fait, σ70 ne reconnaît que très faiblement le promoteur car les surfaces de liaison se retrouvent sur des faces opposées de l’hélice d’ADN. MerR se lie au promoteur en mêm e temps que l’ARN polymérase, mais bloque le promoteur dans cette position incompatible, empêchant de ce fait l’initiation de la transcription. Par contre, si des atomes de mercure sont présents, leur liaison à MerR induit un changement de conformation de la protéine, qui à son tour cause une torsion de l’ADN du promoteur merT. Opéron arabinose L’opéron arabinose code trois gènes, araB, A et D, qui permettent de métaboliser l’arabinose, un sucre à cinq carbones. Il n’ est pas contrôlé par un répresseur, mais seulement par un activateur, AraC. En présence d’arabinose, AraC se lie à deux sites adjacents, araI1 et I2 localisés juste devant le promoteur araBAD. Il active la transcription de la même manière que CAP, en stabilisant l’ARN polymérase au promoteur. Lorsque l’arabinose n’est pas présent, la conformation d’AraC est différente et sa liaison à l’ADN change: une sous-unité reste liée au site araI1, l’autre se lie au site araO2 situé en amont de l’opéron. AraC est ainsi éloignée de la polymérase et ne peut plus activer la transcripti on. De plus, la liaison au site araO2 induit la formation d’une boucle dans l’ADN qui réprime davantage la transcription. Régulation par l’ARN Régulation de l’expression après l’initiation Les facteurs de transcription (activateurs et répresseurs) influencent la capacité de l’ARN polymérase à initier la transcription. Et donc, il est plus facile de réguler la transcription au niveau de l’ADN, car on n’a alors qu’une molécule à contrôler. Beaucoup de gènes sont cependant régulés à un autre niveau, pendant ou après leur transcription. Dans cette section, nous verrons trois exemples de régulation de l’expr ession agissant au niveau de l’ARN, donc après (ou pendant) la transcription: l’atténuation des opérons; les petits ARN dits ARNs (pour short); les commutateurs ARN ou riboswitch. Régulation par atténuation La plupart des gènes impliqués dans la synthèse des acides aminés chez E. coli sont régulés par un mécanisme d’atténuation qui implique la terminaison intrinsèque ou ρ-indépendante de la transcription. Atténuation de l’opéron tryptophane L’opéron tryptophane code cinq enzymes responsables de la synthèse du tryptophane. Il est régulé par un mécanisme d’anti-terminaison dépendant de la présence ou absence de l’acide aminé, ici, le tryptophane. L’opéron a une organisation avec un répresseur (TrpR) qui reconnaît un opérateur au niveau du promoteur. Mais avec une séquence nommée trpL qui précède les cinq gènes codant les enzymes trp. Structure le l’ARN trpL Puisque la séquence trpL est située juste à côté du promoteur, elle sera transcrite en premier et constituera l’extrémité 5’ de l’ARNm. Cette séquence comporte quatre régions complémentaires l’une à l’autre. Si le niveau de tryptophane dans la cell ule est normal, les régions 1 et 2 forment une tige boucle, puis les régions 3 et 4 forment à leur tour une tige boucle. Comme cette tige-boucle est suivie d’une série de U, elle constitue une séquence de terminaison. La transcription se termine donc à cette position, et le reste de l’opéron n’est pas transcrit. La séquence de trpL contient également un cadre de lecture ouvert codant un petit peptide de 14 acides aminés. Ce peptide est effectivement traduit, mais n’a aucun rôle métabolique dans la cellule. Il sert plutôt de senseur pour le niveau de tryptophane disponible. Effectivement, lorsque le niveau de tryptophane est très faible, les ARNt chargés de tryptophane se font rares. Deux codons tryptophane se situent un peu avant la fin de la région codante de trpL, au niveau de la région 1. En absence de tryptophane, les ribosomes engagés dans la traduction de trpL resteront « coincés » au niveau de ces deux codons. La présence du ribosome sur la région 1 empêche celle-ci de s’apparier avec la région 2. La région 2 est aussi complémentaire à la région 3 et cette tige-boucle se formera dès que la région 3 sera transcrite. Déjà appariée à la région 2, la région 3 ne pourra s’apparier à la région 4 et le terminateur ne sera pas produit. La transcription peut donc se poursuivre et le reste de l’opéron sera transcrit. Structures tiges-boucles formées par trpL La séquence de trpL peut donc adopter deux structures alternatives. 1. En présence de tryptophane, les ribosomes ne restent pas sur l’ARN, ce qui permet aux tiges-boucles 1et 2, et 3 et 4 de se former. La tige-boucle 3-4 est suivie d’une série de U et forme donc un terminateur qui arrête la transcription avant que le reste de l’opéron ne soit transcrit. L’opéron est atténué. 2. Si le tryptophane est rare, les r ibosomes restent coincés au niveau de la région 1 et la région 2 s’apparie avec la région 3. Le terminateur n’est pas formé et la transcription peut se poursuivre. Séquestrateurs Les tiges-boucles formant des terminateurs peuvent donc réguler la transcription d’opérons après la phase d’initiation de la transcription. Outre les terminateurs, les tiges-boucles peuvent jouer un rôle dans la reconnaissance de la séquence RBS en formant ce que l’on appelle de séquestrateurs. Les séquestrateurs sont des structures en tige-boucle contenant la séquence RBS. Puisque, pour initier la traduction, l’ARNr de la petite sous-unité du ribosome doit s’apparier à la séquence RBS, la traduction ne peut avoir lieu si la séquence RBS est déjà appariée. On dit que la RBS est séquestrée, ce qui, effectivement, bloque la traduction de l’ARNm. Les ARNs Les petits ARN (ARNs pour short) sont de courtes séquences d’ARN de 80 à 100 nt transcrits par les bactéries. Ils peuvent réguler l’expression en influant sur les séquestrateurs. Cette influence peut être positive, en appariant l’ARNs à la séquence complémentaire à la sé quence RBS du séquestrateur, l’empêchant de se former. Inversement, l’ARNs peut être lui-même la séquence formant le séquestrateur. Dans ce cas, la séquence RBS sera normalement accessible, mais l’ARNs jouera le rôle de répresseur en venant s’apparier à la région RBS, ce qui empêchera le ribosome d’y avoir accès. Ribocommutateurs (riboswitch) Les riboswitch, approximativement traduit par ribocommutateurs ou commutateurs ARN, forment la plus ancienne forme de régulation de l’expression des gènes. Les riboswitch sont en fait une forme particulière de structure secondaire où la présence d’une molécule extrinsèque influence l’appariement des bases de l’ARN. L’ARN peut donc détecter la présence de cette molécule dans le milieu et sa conformation sera influencée par la concentration de celle-ci. Exemple de riboswitch : régulation des transporteurs de fluor Une riboswitch bien caractérisée contrôle l’expression des transporteurs de fluor. Les produits de ces gènes ne sont requis que si le fluor et présent. En absence de fluor, l’extrémité 5’ de l’ARNm de l’opéron forme trois tiges-boucles. La dernière de ces tiges-boucles est un terminateur. L’opéron n’est donc pas exprimé si la concentration de fluor est faible. En revanche, si le fluor est présent, il stabilise une structure intermédiaire formée au début de la transcription. Le terminateur n’est donc pas formé, et la transcription de l’opéron peut se poursuivre pour permettre l’expression des transporteurs de fluor. Riboswitch Les riboswitch peuvent agir tant au niveau des terminateurs précoces qu’au niveau des séquestrateurs. Selon le cas, les métabolites qui les contrôlent peuvent être répresseurs ou activateurs. En (a), la région 5’ de l’ARNm est transcrit en l’absence de métabolite. Lorsque celui-ci est présent, il modifie la conformation de la région 5’ et réprime l’expression en permettant la formation d’un terminateur précoce. En (b) l e métabolite a aussi un effet répresseur, cette fois en promouvant la formation d’un séquestrateur empêchant la traduction. En (c), le terminateur est formé lorsque le métabolite est absent, comme dans l’exemple du transporteur de fluor. Le métabolite agit comme un activa teur en empêchant la formation du terminateur. Finalement, en (d), le métabolite agit encore comme un activateur, mais cette fois en empêchant la formation d’un séquestrateur, ce qui permet la traduction de l’ARNm.