Obtención y Estudio de Muestras de Animales (PDF)

ESTUDIOS DE MUESTRAS ANIMALES Y TÉCNICAS PARA SU OBTENCIÓN (4) *Sumario* 1. INTRODUCCIÓN....................................................................................................127 2. OBTENCIÓN DE MUESTRAS DE SANGRE..............................................................128 2.1....

ESTUDIOS DE MUESTRAS ANIMALES Y TÉCNICAS PARA SU OBTENCIÓN (4) *Sumario* 1. INTRODUCCIÓN....................................................................................................127 2. OBTENCIÓN DE MUESTRAS DE SANGRE..............................................................128 2.1. Materiales para la recolección de sangre 2.2. Extracción de sangre de la vena cefálica 2.3. Extracción de sangre de la vena yugular 2.4. Extracción de sangre en la vena safena lateral 2.5. Manejo de muestras de sangre tras la extracción 2.6. Obtención de sangre en especies exóticas 3. MUESTRAS DE ORINA.....................................................................................140 3.1. Métodos 3.2. Manejo de muestras de orina 4. MUESTRAS DE HECES......................................................................................142 5. MUESTRAS PARA CITOLOGÍA Y ANATOMÍA PATOLÓGICA..............................144 6. OTRAS PRUEBAS DE DERMATOLOGÍA..............................................................145 6.1. Raspado y tricograma 6.2. Cultivo de hongos en la consulta 6.3. Recogida de muestras del oído 7. PRUEBAS ESPECIALES....................................................................................148 7.1. Obtención de frotis vaginal 7.2. Extracción de líquido cefalorraquídeo 7.3. Extracción de muestras para anticuerpos de rabia 7.4. Perfiles de laboratorio 8. PARÁMETROS FISIOLÓGICOS EN ANIMALES DE COMPAÑÍA..............................151 *1. INTRODUCCIÓN* Tanto en la práctica diaria como en el laboratorio de referencia, se manipulan y procesan a diario muestras de animales. En los dos casos se desean muestras abundantes, de calidad y recientes. Pero hay algo que solo los clínicos pueden desarrollar: el contacto con el paciente. La toma de muestras requiere conocer bien la técnica de obtención, pero sobre todo es un arte. De poco servirá conocer de memoria cómo realizar la extracción de sangre de la yugular en un gato, si no se sabe interpretar el estrés del gato en la consulta, el miedo y cómo calmarlo o cómo lidiar con un paciente agresivo. Por todo esto, es importante anticiparse al momento de la extracción, preparar los materiales necesarios para el muestreo y recolección, para gestionar imprevistos del paciente o la muestra y para minimizar las consecuencias de la extracción sobre el paciente: antes, durante y después de la consecución de las muestras. Cuando el ACV se ha asegurado del cuidado del paciente, hay que ocuparse del cuidado de la muestra, porque de su manejo adecuado dependerá la fiabilidad de los resultados y, en última instancia, tener que repetir o no todo el proceso. La repetición de una toma de muestras no es agradable para nadie, en especial para los pacientes. Ahí radica la importancia de conocer los procedimientos, las cantidades y la correcta conservación de las muestras que son valiosas. *El ACV tiene un papel fundamental en todo el proceso de muestreo, siendo clave en la enfermería de los animales domésticos. Habitualmente las muestras las toma el veterinario y el ACV sujeta al paciente y procesa las muestras, pero no hay nada que impida que el ACV tome directamente las muestras; de hecho, cada vez es más frecuente que lo haga el ACV, especialmente en hospitalización.* *2. OBTENCIÓN DE MUESTRAS DE SANGRE* *La sangre es la base de la mayoría de pruebas que se van a realizar en el laboratorio y la que más información ofrece en muchos casos. Para obtener muestras de sangre se necesita conocer los materiales que se van a usar y la técnica de extracción.* *2.1. Materiales para la recolección de sangre* *Son los siguientes:* * *Agujas estériles.* * *Palomillas estériles o catéter estéril.* * *Jeringas estériles.* * *Alcohol.* * *Gasas o algodón.* * *Compresor.* * *Máquina rasuradora.* *a) Agujas estériles* *Las agujas vienen envasadas individualmente de forma estéril, también se conocen como agujas hipodérmicas. Existen diferentes tipos de agujas según su calibre (grosor) y su longitud. El calibre se mide en Gauges (G), cuanto mayor es el número G de menor calibre es la aguja.* *Como norma general siempre se usará el mayor calibre que nos permita la vena que se va a puncionar.* *b) Palomillas y catéter* Las *palomillas* son un sistema de venopunción que consta de tres partes: > Aguja. > Alas. > Conducto. > Toma o conexión. Pueden usarse para la extracción de sangre o para la inyección de productos intravenosos: las alas sirven para la fijación in situ una vez confirmada su situación dentro de la vena. Se usará la toma o conexión para la extracción repetida o la inyección de fármacos. Su *ventaja* sobre los catéteres es que no se colapsan con la presión de la extracción, su principal *desventaja* es que al situar la aguja metálica dentro de la vena, esta se romperá con cualquier movimiento inadecuado. Usan el sistema de colores para el calibre igual que las agujas hipodérmicas. Los *catéteres intravenosos* constan de las siguientes partes: > Catéter plástico. > Cuerpo rígido, con o sin alas. > Fiador metálico. > Tapón. Se usará un catéter cuando haya que mantener un acceso a una vía venosa durante cierto tiempo. Cuando se punciona la vena es la parte metálica la que penetra la piel para, una vez situados dentro, poder retirar el fiador metálico y quede solo el catéter plástico intravenoso. Por último, hay que colocar el tapón, que se fijará con ayuda de esparadrapo. Su principal ventaja es que se puede mantener hasta 48 horas con un acceso venoso continuo, pero ese acceso venoso no es adecuado para la extracción sanguínea repetida: > Normalmente se usará para suero intravenoso, el suero nos falseará la muestra por dilución. > El catéter plástico tiende a colapsarse cuando se le aplica presión negativa con la jeringa. En general solo se usará el catéter intravenoso para la extracción sanguínea cuando se quiera aprovechar el mismo acceso venoso para muestreo y hospitalización, y siempre antes de conectar el suero al paciente. *c) Jeringas* Existen jeringas de diferentes tamaños y características, su elección depende del volumen de muestra a extraer y del calibre de la vena que se va a usar. Las jeringas constan de: *> Conector o boquilla:* tiene un tamaño estándar, se puede adaptar cualquier aguja hipodérmica. *> Cuerpo:* es la parte donde se alojará la muestra, está graduada en mililitros. *> Émbolo:* es la parte móvil que ejercerá la presión negativa para la extracción. Puede ser: → *Émbolo simple:* parte plástica plana sin ningún accesorio. → *Émbolo de presión:* contiene una pieza (normalmente de caucho negro) que aumenta el vacío que se ejerce al tirar de él. Las jeringas de dos cuerpos son las que tienen émbolo simple y las de tres cuerpos son las que tienen émbolo de presión. Los tamaños dependen de su capacidad: 1ml, 2 ml, 5 ml, 10 ml, 20 ml. Se usará la jeringa adecuada a la cantidad de sangre a extraer, teniendo en cuenta el calibre de la vena que se utilice. Para una vena fina (o para un catéter) se usará una jeringa de dos cuerpos y la jeringa lo más pequeña posible para minimizar el riesgo de colapso venoso. *d) Compresor* Es un mecanismo que comprimirá la extremidad por encima del punto donde se vaya a extraer la sangre. Esta compresión ayuda a que la vena se dilate y sea más fácilmente visible (ingurgitación) y aumentará la cantidad de sangre que contiene. En este punto también ayuda el alcohol, que conseguirá desinfectar la zona pero también hace de vasodilatador. *Tipos de compresión:* *> Manual:* sin aparataje, es el compañero el que presiona la extremidad para ingurgitar la vena. *> Bandas elásticas:* son las mismas que se usan en humana, se les hará un nudo o se sujetarán con un mosquito. *> Compresores:* son sistemas específicos para esta función, con una banda elástica y un broche de seguridad que lo mantendrá tenso. Al terminar, se suelta el broche y la presión cesa. *2.2. Extracción de sangre de la vena cefálica* Es la más usada en la práctica, por su accesibilidad y porque muchas veces se puede realizar sin ayudante. La vena cefálica es la mayor vena superficial del miembro torácico. Discurre por la parte superior del antebrazo de los mamíferos domésticos y es visible desde la parte opuesta al codo hasta la muñeca carpo), donde gira hacia dentro (medial). *El procedimiento es el siguiente:* > Situar al animal en una posición lo más cómoda para él pero que permita fácilmente su sujeción y acceso a la extremidad a usar. > Rasurar la zona superior (dorsal) del antebrazo del paciente. > Colocar el compresor por encima del codo; si no se usa compresor, el Auxiliar Técnico Veterinario ejercerá presión sobre esa misma zona. > Impregnar con alcohol una gasa o un trozo de algodón y aplicar sobre la zona rasurada. > Si en este punto no se visualiza claramente la vena cefálica, iniciar movimientos de compresión moviendo la mano del paciente sobre su carpo varias veces. > Con la aguja y jeringa adecuadas (a la muestra a obtener y el calibre venoso) puncionar en ángulo de unos 15 a 25° sobre la vena. > Cuando se vea presencia de sangre en el conector de la jeringa, presionar el émbolo suavemente hacia abajo hasta extraer la cantidad necesaria. > Tras sacar la aguja aplicar presión con una gasa o algodón secos, durante unos 20 segundos. *CONSEJOS PARA INTRODUCIR UNA AGUJA DE FORMA IDÓNEA* > Las puntas de las agujas están biseladas, no son uniformes, por lo que es importante comprobar su colocación en base al nivel que requiera su introducción (subcutáneo, intramuscular, intradérmico, etc.). > Es imprescindible una adecuada y firme sujeción del paciente, especialmente si es muy nervioso, puesto que al sentir la punción podrá moverse. Esto es especialmente importante en caso de una punción intravenosa. > Si el objetivo es la punción intravenosa o la extracción de sangre de una extremidad, a través de venas como la vena cefálica, el encargado de dicha extracción escogerá la extremidad que le resulte más cómoda. > En la mayoría de ocasiones el bisel deberá colocarse hacia arriba, aunque esto puede variar, pudiendo lateralizarse dicho bisel, por ejemplo, en administraciones intramusculares. > Se debe desinfectar el punto donde se inyectará la aguja con alcohol, clorhexidina o yodo para no inocular bacterias que puedan encontrarse en la superficie de la piel del paciente. Esto es especialmente importante en administraciones intravenosas, puesto que si este punto se descuida, se pueden introducir bacterias patógenas directamente en el torrente sanguíneo. *2.3. Extracción de sangre de la vena yugular* La vena yugular se sitúa a ambos lados del cuello, discurre en forma de "V" separada unos centímetros de la tráquea. Es el sitio de elección para extraer: > En perros pequeños. > En gatos. > Cuando se necesite mayor volumen de muestra. > Cuando el animal esté o vaya a hospitalizarse. [Imagen de un gato negro siendo sujetado por una persona] *La yugular tiene un calibre muy superior a la vena cefálica, pero su uso requiere de mayor técnica para la punción y sujeción del paciente, y pocas veces la puede realizar una persona sola. En animales obesos puede ser extremadamente difícil localizarla.* *El procedimiento es el siguiente:* > Situar al animal, si está sobre la mesa se debe situar al borde de esta. Procurar un ambiente tranquilo. > Rasurar un lateral del cuello. > La ingurgitación de la vena se produce presionando por debajo del área que se va a puncionar, en el lado rasurado y un poco más arriba de la entrada del pecho. Se pondrá alcohol con una gasa o algodón. > Normalmente el Auxiliar Clínico de Veterinaria sujetará la cabeza y las extremidades anteriores, se debe levantar la cabeza (no completamente) y girarla levemente hacia el lado contrario al de la extracción. Si la vena no se palpa o visualiza, se realizará la recolocación del paciente hasta que pueda localizarse. > Puncionar la vena de forma paralela a la superficie del cuello y extraer la sangre necesaria. > Tras retirar la aguja, presionar con una gasa o algodón limpios durante un minuto. *CONSEJOS* > Las agujas más habituales serán las verdes en perros y las azules en gatos y pueden usarse jeringas con émbolo para acelerar la extracción. > En los gatos el ruido puede arruinar toda la operación, se recomienda el uso de una rasuradora poco ruidosa y encenderla unos segundos antes de acercarla para que se acostumbre al sonido. > Hay que extraer el émbolo hacia abajo, por eso hay que tener espacio suficiente por debajo del sitio de punción. Este es el motivo de situar a los animales en el borde de la mesa y sujetar las extremidades anteriores. > Es un método que no suele agradar a los propietarios, a pesar de que los pacientes suelen tolerarlo bien. > La sujeción de la cabeza es clave para situar la yugular, también por la seguridad del operador y del paciente (para evitar pinchazos accidentales en la cara). > La punción de la yugular provoca con frecuencia hematomas en el cuello, para intentar minimizarlos se presionará la zona de extracción durante más tiempo una vez terminado el proceso. *2.4. Extracción de sangre en la vena safena lateral* La vena safena discurre por el lateral externo de la extremidad posterior, desde el calcáneo (talón o corvejón) hasta la zona tibial media. Este punto de extracción es menos usado que los anteriores. Las principales indicaciones para su uso son: > Animales hospitalizados donde se deben preservar las venas cefálicas. > Perros grandes muy nerviosos o agresivos. La *ventaja* de este sitio de punción es que se sitúa lejos de la cabeza, el animal puede sujetarse firmemente de la cabeza sin interferir en la extracción o puede bloquearse la visión para que no vea la manipulación. Sus principales *desventajas* son que el calibre de la vena es menor, es más difícil de localizar y de ingurgitar y la extremidad posterior no es fácil de inmovilizar. El *procedimiento* es el siguiente: > Situar al animal en un lugar donde se pueda sujetar al paciente y esté lo más calmado posible. > Rasurar la zona lateral de la tibia hasta la zona del tarso (talón). > El ayudante ingurgitará la vena presionando la zona lateral media de la tibia, sobre el músculo, también sujetará el pie del paciente. *ERRORES FRECUENTES EN LA EXTRACCIÓN DE SANGRE* *> Aspiración demasiado rápida o con demasiada presión de la sangre, especialmente con calibres de aguja pequeños (hemólisis de la muestra).* *> Sacar la aguja inmediatamente si no se ha puncionado la vena a la primera; muchas veces solo hay que hacer leves movimientos de colocación. Cuando se extrae la aguja se producen el sangrado y la inflamación.* *> Usar las partes de la vena más altas (más cercanas al corazón). Si no se acierta con la primera punción se podrá usar la misma vena pero más arriba (abajo en caso de la yugular).* *> Aspirar líquidos o grasa antes que la sangre y no cambiar la jeringa.* *> Extracción demasiado lenta favorece la formación de coágulos.* *> Retrasar la incorporación de la sangre al tubo desde la extracción.* *> Aplicará alcohol con gasa o algodón.* *> Puncionar la vena en un ángulo similar al de la vena cefálica (15-25°) y extraer la sangre necesaria.* *> Presionar con una gasa o algodón la zona puncionada durante unos 20 segundos.* La vena safena no es fácil de ingurgitar, presionar por encima o justo debajo de la rodilla con un compresor no funcionará. Lo más eficaz es buscar un punto sobre la musculatura de la tibia donde se vea que la vena se expresa. Si se usa un ayudante para subir la vena y sujetar la extremidad, se necesitará otro ayudante más para sujetar la cabeza y torso del animal, normalmente esto lo suele realizar el propietario. *2.5. Manejo de las muestras de sangre tras la extracción* Tan importante como una correcta extracción, es una correcta manipulación de la muestra de sangre. Errores de manipulación pueden obligar a repetir la extracción, en ocasiones muy dificultosa. Siempre se deben conocer las pruebas que se van a realizar con la sangre extraída antes de la extracción. Eso permite preparar de antemano los tubos y materiales necesarios. *Las normas generales son:* *> Siempre que se vayan a usar tubos con anticoagulante, estos se llenarán primero: *→ Tubos EDTA o citrato:* siempre los primeros, son los que van a manejar células y sustancias sensibles a la coagulación. *→ Tubos Heparina:* después de los anteriores, se usarán para análisis bioquímico y serología, menos sensibles a la coagulación. *→ Tubos de fluoruro:* son tubos exclusivos para medir la glucosa en sangre en laboratorio (normalmente se prefiere medirla inmediatamente para no tener que usar muestra exclusivamente para este parámetro). *>* Tras llenar los tubos con anticoagulante se llenarán los *tubos para suero:* sin anticoagulante, pueden estar vacíos o contener bolitas o gel que favorece la formación del coágulo. *>* El llenado de los tubos se realizará lo más rápido posible tras la extracción, siguiendo estas pautas: *→* No usar la aguja para echar la sangre en el tubo, se retirará primero. *→ Llenar el tubo a la velocidad adecuada,* ni gota a gota ni presionando con fuerza. *→* Se puede quitar la tapa o atravesarla con la jeringa. *→* Inclinar el tubo para que la distancia sea menor y evitar la rotura celular. *>* En el caso de muestras con anticoagulante hay que *llenar el tubo hasta la marca* que indica el fabricante, un exceso o defecto de mezcla muestra-coagulante puede alterar los resultados. Tras el llenado, se moverá e inclinará el tubo suavemente para homogeneizar la muestra con el anticoagulante. Si no se realiza este paso se formarán coágulos en la muestra no mezclada. *a) Recolección de sangre con tubos de vacío* Los tubos de vacío, también llamados Vacutainer (marca del fabricante), son tubos que se llenan de forma automática sin tener que usar jeringas ni otros sistemas de presión. Para lograrlo, en los tubos se realiza el vacío y de esta manera tenderá a llenarse al contacto con el torrente de sangre. *Los materiales usados son:* *> Agujas vacutainer de diferentes calibres:* son agujas iguales que las hipodérmicas en su parte superior pero la parte inferior tiene una rosca y un conducto plastificado, que será el que penetre el tubo. Usan el mismo sistema de colores que las agujas hipodérmicas.* *> Campana:* cilindro plástico de mayor diámetro que los tubos. Se enrosca a la parte central de la aguja vacutainer. *> Tubos vacutainer:* tienen un tapón especial con un hueco central que se perforará con la parte plástica de la aguja vacutainer. *> Se pueden usar las palomillas colocando un adaptador al final del tubo.* Este sistema tiene la comodidad del autollenado y la esterilidad al no usar intermedios entre la extracción y el tubo, pero su uso está limitado a animales de mayor tamaño, ya que son sistemas diseñados para humanos. *b) Manejo de los tubos tras su llenado* *> Las muestras para hematología en EDTA se usarán inmediatamente o se conservarán en la nevera hasta 48h.* *> Obtención de plasma.* A partir del tubo de muestra heparinizado, se centrifugará a 3000 rpm durante 5 minutos, las células quedarán abajo y arriba quedará el líquido plasmático. Si no se va a usar inmediatamente para la bioquímica o serología, se separará el plasma en otro recipiente (Eppendorf o similar) y se refrigerará en nevera. *> Obtención de suero.* A partir del tubo de muestra para suero se puede usar centrifugado o sin centrifugar. El coágulo se solidifica a las dos horas, se queda en el fondo del tubo y puede extraerse el suero de la superficie. También se puede esperar 30 minutos tras la extracción y centrifugarlo, esto ahorrará tiempo y aumentará la cantidad de muestra. Tanto el plasma como el suero pueden congelarse una vez aislados para su conservación, será válido solo en algunas determinaciones y no en otras. *> Preparación de la muestra para pruebas de coagulación.* Se usarán los tubos de citrato y requieren un manejo especial: → Llenar el tubo hasta la marca (importante) y homogeneizar. → La muestra se debe centrifugar antes de los 30 minutos tras la extracción. → Centrifugar a 3000 rpm durante 15 minutos. → Separar el plasma obtenido y congelarlo. → La muestra se envía congelada al laboratorio en recipientes específicos que lo mantienen congelado durante horas.. El manejo especial de estas muestras se debe a que los factores de coagulación empiezan a descomponerse a las dos horas, incluso en refrigeración. c) Problemas frecuentes de muestreo con interferencia analítica* Las pruebas de sangre, en especial las pruebas bioquímicas, dependen de las características de la muestra de su color y composición. Los problemas más frecuentes que se pueden encontrar al centrifugar la muestra son la hemólisis, la lipemia y la ictericia. *Hemólisis* Se produce por la rotura de glóbulos rojos en la muestra: * Más del 95% de muestras hemolizadas son por la recolección de la muestra o el transporte. * Solo se hace visible cuando la concentración de hemoglobina alcanza los 30 mg/dL. * Esta interferencia es dependiente de la metodología y la instrumentación. * Afecta a la concentración de potasio, magnesio, lipasa y hierro; en menor medida a la glucosa y enzimas hepáticas *Cómo evitarla:* * Usar agujas del mayor calibre que permita la vena. * No aplicar demasiada presión de extracción para acelerarla. * Al realizar el trasvase de la sangre desde la jeringa hacia el tubo no debe pasarse la sangre a través de la aguja. Retirar el tapón del tubo y desechar la aguja antes de hacer el trasvase. *Lipemia* Se produce por alta densidad de grasas en la sangre, esto dará lugar a un suero/plasma blanquecino y turbio: * Interfieren por tres vías, desplazamiento de agua, turbidez y dispersión de luz. * La interferencia depende de la composición de los lípidos de la muestra. * Parámetros afectados: electrolitos, albúmina y proteínas totales, triglicéridos y colesterol y pruebas de coagulación. *Cómo evitarla:* * Idealmente los pacientes deben venir en ayuno de 12 horas. * Si se separa el suero/plasma en otro tubo y se refrigera, a veces los lípidos se quedan como sobrenadante que se podrá retirar con una pipeta. *Ictericia* Se produce por la alta concentración de bilirrubina en suero, este será de un aspecto amarillo anaranjado: * El cambio de color del suero influirá en pruebas de absorción colorimétricas. * Parámetros afectados: glucosa, colesterol, triglicéridos y creatinina. Es una condición del paciente que no puede evitarse y habrá que tenerla en cuenta en la interpretación de los resultados.* *2.6. Obtención de sangre en especies exóticas* Cada vez son más frecuentes las mascotas diferentes a perros y gatos, se conocen como "animales exóticos" o "nuevos animales de compañía". Esto produce un aumento de estos pacientes en los centros veterinarios y un conocimiento cada vez mayor de sus parámetros fisiológicos y patológicos. *Las normas generales son:* > Los volúmenes de muestra son mucho menores que en especies mayores, por el pequeño tamaño de las venas y la menor volemia del paciente (cantidad de sangre total). Se calcula 70 ml de sangre por kg peso. Se recomienda un máximo del 10% de la volemia en pacientes sanos y nutridos. > Cada especie requiere de una sujeción y manejo diferente. > Hay que usar laboratorios que estén adaptados al manejo de muestras de exóticos: bajos volúmenes de muestra, diferencias celulares sanguíneas, etc. > Se usarán agujas de pequeño calibre 25 G en adelante y jeringas de 1 ml (2 ml máximo). *a) Conejo* Los conejos son animales que pesan entre 800 g y 3,5 kg (excepto razas gigantes). Debido a su tamaño se pueden obtener cantidades razonables de muestra, máximo 5 ml de una vez. Las zonas de punción son la vena marginal de la oreja y la vena yugular (cefálica en los de mayor tamaño). La vena marginal de la oreja se encuentra en la cara externa, circulando paralela al borde posterior auricular. Para la venopunción se rasurará la zona, se aplicará alcohol y se extraerá la sangre lentamente. Es una vena que se rompe con facilidad y hay que ser muy cuidadoso con su manejo. *b) Hurones* En los hurones se usarán la vena yugular y la cefálica como segunda opción. El ayudante o propietario sujetará al hurón por el pliegue nucal para favorecer el manejo y evitar que se mueva o muerda. *c) Cobayas y pequeños roedores* Se usa principalmente la vena yugular, en algunos individuos más grandes se podrá usar la marginal de la oreja. En ratas se puede usar la vena ventral de la cola.* *También se puede usar la vena cava craneal, pero es una técnica poco segura que se intentará evitar.* *d) Aves* *En las aves se usa la vena yugular, la vena braquial y la vena metatarsiana dorsal.* *Para la punción de la vena braquial se situará al ave sobre su espalda encima de la mesa, con un ala extendida y sujetando su cuerpo y cabeza. El vaso se encuentra sobre la cara interna del húmero, se retirarán manualmente las plumas de la zona de punción y se aplicará una solución de clorhexidina o yodo (no alcohol). Se puncionará y extraerá la sangre, es una vena muy frágil que hay que manipular con cuidado.* *La vena metatarsiana dorsal está en la zona delantera de las patas y se usará en aves de tamaño mediano grande.* *La vena yugular se usará en aves más pequeñas, el procedimiento es similar al resto de animales, pero retirando las plumas de un lado del cuello y sujetando cabeza y alas.* *e) Tortugas y otros reptiles* Se usará la vena ventral (zona de abajo) de la cola en todos los reptiles; en las tortugas también se puede usar la yugular.* *La vena ventral caudal no se puede visualizar, se usa su posición anatómica para ayudarnos a su localización.* *En la siguiente tabla se muestran los lugares de venopunción según la especie: *3. MUESTRAS DE ORINA* Habrá que conseguir muestras de orina con frecuencia de los pacientes para realizar diferentes pruebas. La muestra ideal es una muestra limpia y voluminosa de primera hora de la mañana pero esto no siempre es fácil. *3.1. Métodos* *a) Micción espontánea* Las muestras por micción espontánea las suele tomar el dueño fuera de la clínica. El procedimiento es el siguiente: > *Recolección en machos:* se recoge colocando la duquesita en la trayectoria de la micción mientras el perro orina. > *Recolección en hembras:* puede colocarse el bote o duquesita debajo mientras orina, pero en perras es bastante más dificultoso por su postura de micción. Existen tubos de recolección con "boca de pato", es un adaptador en forma de cuña que se enrosca sobre el bote para facilitar la recolección a ras de suelo. > *Recolección en gatos:* es muy difícil recoger una muestra felina mientras orina, por lo que se usa un sistema de "esferas inertes" que sustituirán la arena del arenero: → Primero se vacía el arenero y se limpia. Si hay más de uno, se debe retirar el otro hasta que se haya obtenido la muestra. En una casa con más gatos se debe aislar al gato problema hasta obtener la orina. → Se llena el arenero con estas esferas de modo que cubra toda la superficie. → El gato orinará y se recolectará la orina inclinando el arenero y absorbiendo el líquido con una jeringa o pipeta Pasteur. > *Vaciado manual:* se obtiene una muestra equivalente a la micción espontánea, pero se consigue en la clínica presionando suavemente la vejiga (abdomen posterior) hasta que venzamos la resistencia uretral y salga la muestra. No será posible en animales que no colaboren y cuando la vejiga tenga poco contenido. *b) Sondaje uretral* En este caso se obtiene la muestra de orina introduciendo una sonda estéril en la uretra del paciente. Será diferente según la especie/sexo: > *Sondaje en perros.* Los perros macho son fáciles de sondar y esta alternativa es bastante utilizada. Existen diferentes tamaños de sonda estéril desechable que se elegirá según su calibre: 1,3 mm en las razas más pequeñas y 3,3 en razas grandes y gigantes. Se puede sondar al perro de pie o tumbado sobre un costado. La técnica es la siguiente: →Cuando el animal esté posicionado, hay que asegurarse de que mantiene la posición sujetándolo con cuidado. Se elegirá el tamaño ded la sonda y se preparará lubricando la punta con vaselina o suero fisiológico, (depende del objetivo del muestreo). →Se exterioriza el pene retrayendo el prepucio y se sujetará en esa posición, ayudándose con el hueso peneano. →Se localizará la uretra en la punta peneana y se introducirá poco a poco la sonda hasta que la orina fluya por la salida. →Se recolectará la orina en un tubo o en una jeringa; en vejigas poco llenas a veces hay que ejercer presión negativa con la jeringa para que salga la orina. *Sondaje en perras.* Es dificultoso, la uretra de la perra se encuentra dentro del canal vaginal, lo que requiere visualización con espéculo y sedación del paciente en la mayoría de los casos. *Sondaje en gatos.* En muy raras ocasiones un gato macho podrá sondarse sin sedación. La colocación de una sonda urinaria en gatos es un procedimiento relativamente frecuente por la tendencia de algunos felinos a sufrir obstrucción uretral. Las sondas de gato son diferentes, más finas y cortas para adaptarse a su anatomía, a su vez hay sondas con fiador (estilete metálico que da firmeza a la sonda para colocarla) y sin fiador. El sondaje en hembras felinas es anecdótico por su dificultad. *c) Punción vesical* La punción vesical es la obtención de orina mediante el aspirado con jeringa de la vejiga atravesando la piel con una aguja. Es una técnica que dará la mejor calidad de orina pero requiere de habilidad y colaboración del paciente. *La técnica es la siguiente:* * Colocar al paciente tumbado boca arriba y sujetarlo con cuidado. * Depilar la zona media del abdomen, desde el ombligo hasta el pubis. * Desinfectar la zona con solución de clorhexidina o yodada. * Localizar y sujetar la vejiga con la mano contraria a la que se use para la punción. *Esta técnica puede realizarse de la forma descrita o por punción guiada por ecografía, sustituyendo la localización de la vejiga con la mano por el ecógrafo.* *Normalmente se usará una jeringa de 5 ml y una aguja de 23G (azul) que sea suficientemente larga pero lo más pequeña posible para minimizar el daño en la vejiga.* *3.2. Manejo de muestras de orina* *La orina es un líquido que no contiene bacterias en condiciones normales, suele contaminarse con la flora bacteriana de la piel de los genitales durante la micción. Esto provoca que la orina en la vejiga tenga características levemente diferentes que la orina miccionada. Habrá que tener esto en cuenta a la hora de elegir el tipo de análisis y la modalidad de recolección:* *> La micción espontánea puede analizarse inmediatamente o refrigerar durante un máximo de 24 horas. Puede ser usada para realizar la mayoría de los análisis, pero hay que interpretar con cuidado el cultivo microbiológico.* *> La orina recogida con sonda está menos contaminada que la anterior pero siempre se produce arrastre de células y bacterias con el sondaje, esto puede minimizarse desechando la primera porción de orina extraída.* *> La orina de punción vesical es la técnica de elección para cultivo y análisis general, a veces se puede contaminar con sangre porque se haya tocado algún vaso sanguíneo, pero no es habitual.* *Las normas generales son:* *> Se recomienda no retrasar más de cuatro horas el procesamiento de la orina para no afectar al crecimiento bacteriano.* *> El sedimento urinario comenzará a modificarse a partir de las tres horas de la recolección, independientemente del método, por lo que se analizará lo antes posible.* *> Si no es posible cultivar la orina antes de cuatro horas, deberá conservarse en refrigeración o depositarse en un tubo con conservante urinario (ácido bórico).* *> La orina conservada en refrigeración o en ácido bórico debe analizarse dentro de las 24 horas postrecolección.* > Los tubos con ácido bórico han de llenarse hasta la marca, el conservante influirá en algunos resultados de la tira (nitritos y glucosa). *4. MUESTRAS DE HECES* Las heces son muestras que nunca serán estériles, aun así hay algunas pautas que se deben seguir para su recolección y manejo: > Las muestras de heces no deben cogerse de la parte en contacto con el suelo; en el caso de los gatos se elegirán porciones de muestra sin contaminación con su arena.* > *Si las muestras son para parasitología, hay que recolectar muestras de tres días seguidos, hay parásitos que no se excretan diariamente y de esta manera se evitaran falsos negativos.* > *Si la muestra es para cultivo debe refrigerarse desde su recolección, a no ser que se envíe inmediatamente.* > *Solo se usarán botes especiales para flotación cuando la muestra de heces sea* *exclusiva para la flotación en el centro. Para el resto se usarán duquesitas o botes de recolección con cierre hermético.* > *En heces con moco o diarreicas, se elegirán las partes con moco/sangre/líquidas para el muestreo, pues contendrán mayor número de parásitos/bacterias.* *En ocasiones se hará el muestreo directamente en el recto del animal, como en el caso de los test rápidos. También pueden usarse heces pero disminuirá su sensibilidad. *5. MUESTRAS PARA CITOLOGÍA Y ANATOMÍA PATOLÓGICA* La anatomía patológica es la rama de la medicina veterinaria que se ocupa del estudio, por medio de técnicas morfológicas, de las causas, el desarrollo y las consecuencias de las enfermedades. El fin último de esta especialidad es el diagnóstico correcto de biopsias, piezas quirúrgicas, citologías y necropsias (autopsias animales). Las *biopsias* son muestras de tejido conservadas que se mandan al laboratorio externo para su estudio. Las muestras pueden tener diferente origen: * Fragmentos de piel lesionada o tumores cutáneos. * Fragmentos de órganos: hígado, riñón, bazo, ovario, etc. extraídos durante una cirugía general. * Fragmentos pequeños de órganos extraídos por cirugía endoscópica o por biopsia ecoguiada (se usa un aparato específico llamado Trucut). * Fragmentos de órganos extraídos de un animal tras su muerte durante la necropsia, para determinar la causa de la muerte u otros fines. Para el manejo de tejidos biopsiados, se deben usar estos *materiales*: * Pinzas. * Bisturí y/o tijeras quirúrgicas. * Bote de muestra. * Formol. La *técnica* es la siguiente: * Antes de preparar la muestra, hay que preparar el bote con formol. Si se tiene formol comercial al 40% (el más común), hay que diluirlo al 10% antes de poner la muestra, para ello se calcula una parte de formol por tres de agua con jeringa o vaso medidor y se homogeneizará la muestra. El formol es tóxico, por lo que hay que ponerse guantes y mascarilla y manipularlo el menor tiempo posible. * Tras preparar el recipiente, introducir la muestra con unas pinzas en el líquido, siempre que la muestra tenga como máximo 2 cm de diámetro. En caso de que la muestra sea más grande, habrá que hacer trozos más pequeños siguiendo estas pautas: *→ Hay que procurar que las porciones sean significativas de la lesión y que incluyan desde la superficie hasta el centro de esta.* *→ Si aun así es demasiado grande, se cogerán varias porciones de las diferentes capas de la lesión y se incluirán en el informe de remisión de muestra.* *> Se rotulará la muestra con claridad, indicando el nombre del paciente y el origen de la muestra (intestino, hígado, piel de la oreja, almohadilla...).* En el caso de las citologías para mandar al laboratorio externo, se fijarán las muestras pero no se teñirán. *Las citologías pueden ser de diferentes orígenes:* *> De la superficie de la piel, cuando haya lesiones como alopecias, descamación o pústulas. En el caso de las pústulas, estos "granos" se pincharán con una aguja o la esquina del porta y se impregnará este con el líquido (pus).* *> Aspirados de masas (bultos). Se usará la técnica de aspiración con aguja fina o AAF. Consiste en usar una aguja de 23G o superior y penetrar hasta el centro de la lesión varias veces, recogiendo así en el interior de la aguja células de la masa. Tras extraer la aguja, se colocará en una jeringa llena de aire, se pondrá la aguja sobre el porta y se empujará el émbolo para que el contenido se deposite. Repetir la operación sobre varios portas.* *> Líquidos corporales: sangre, líquido espinal, fluidos corporales, contenido de abscesos, etc.* *> Secreciones corporales: cerumen del oído, secreción de la conjuntiva, médula ósea, etc.* Siempre hay que mandar más de un porta para que sea lo más representativa posible, aunque muchas citologías no son diagnósticas y necesitan de una biopsia posterior u otras pruebas. *6. OTRAS PRUEBAS DE DERMATOLOGÍA* *6.1. Raspado y tricograma* *a) Raspado de piel* El raspado de piel es una técnica en la que se desprenden las capas superficiales de la piel mediante un objeto afilado (bisturí) y se observan al microscopio. Pueden ser: *> Raspado superficial: se obtienen muestras de la superficie cutánea con el bisturí, sin profundizar, en varios puntos. Sirve para identificar parásitos cutáneos como Cheyletella y Sarcoptes y para observar la descamación en busca de bacterias u hongos. *> Prueba de la tira de acetato (celo): se obtiene usando la parte adhesiva sobre la zona de piel a examinar, es un derivado del raspado superficial y también puede teñirse. > *Raspado profundo:* se raspa la superficie de la piel lesionada presionando los folículos para liberar su contenido y llegando a hacer sangre. Se usa sobre todo para buscar Demodex, ácaros causantes de la sarna demodécica. *b) Tricograma* El tricograma es un muestreo de pelo donde se incluyen las raíces. Para realizarlo se usarán unas pinzas o un mosquito y se arrancarán unos pocos filamentos pilosos. Para ponerlos en el microscopio y que no se muevan se usará una gota de aceite de inmersión. Se utilizará en enfermedades que producen alopecias o mudas incompletas y para buscar Demodex en zonas donde no se pueda hacer el raspado profundo, como por ejemplo alrededor de los ojos. *6.2. Cultivo de hongos en la consulta* Cuando se sospecha que una lesión de la piel está provocada por hongos (dermatofitos), se puede hacer un diagnóstico en la clínica gracias a cultivos comerciales llamados DTM. Los cultivos DTM constan de pequeños frascos con un medio anaranjado y tapa, deben conservarse en nevera hasta su uso. Son cultivos selectivos de hongos que no dejarán crecer la mayoría de bacterias y contienen un reactivo que hará que el cultivo cambie de color a rojo intenso cuando es positivo. *La técnica es la siguiente:* > Buscar una o varias lesiones significativas. > Con una pinza, extraer pelos de la zona externa de la lesión (puede que en el centro de la lesión no haya hongos, solo células muertas). En algunos casos se recomienda el uso de un cepillo de dientes limpio sobre los bordes de la lesión. > Abrir el cultivo DTM y depositar los pelos sobre él. En caso de usar el cepillo, recortar la punta de las cerdas para depositarlas en el cultivo. > Cerrar el cultivo y rotular con el nombre del animal, nombre de propietario y fecha de la prueba. Guardar el bote en un lugar a temperatura ambiente y donde no reciba luz solar. > Comprobar el cultivo a diario a partir del quinto día: → *Si es positivo* suele crecer antes de la semana, se verá las colonias blanquecinas y con filamentos (como un diente de león) y el cultivo cambiará a rojo. →Si el cultivo no ha crecido el décimo día, se dará como negativo. Es frecuente que a partir de este día crezcan colonias de hongos del ambiente, estos no tornarán el cultivo a rojo. 6.3. Recogida de muestras del oído* Las otitis o infecciones de oído son patologías muy frecuentes en la clínica diaria. Para su diagnóstico y clasificación se tomarán muestras de cerumen. La técnica es la siguiente: * Introducir un hisopo en el canal auditivo, rotar y sacar. Si el hisopo es para cultivo en laboratorio, se debe usar un hisopo estéril e introducirlo en tubos con medio de cultivo (vienen juntos en el mismo kit), usar un hisopo para cada oído a analizar y marcar la muestra (izquierdo, derecho). * Extender la muestra de cerumen sobre el porta, para ello rotar la zona del algodón sobre el porta de forma horizontal, creando varias líneas de muestra. * Observar al microscopio a pocos aumentos. Si son ácaros del oído se podrá verlos caminando sobre el cerumen con el objetivo 4x. * Teñir la muestra. Si se usa Diff Quick no se fijará con la solución 1, porque el alcohol "limpiaría" la muestra del portaobjetos. Se fijará con calor o se esperará hasta que esté bien seca, después se teñirá con las tinciones roja y azul y se deja sacar. * Observar al microscopio. Con el objetivo de 40 se identificarán las células inflamatorias y descamadas. Con el objetivo de 40 y 100 se buscarán e identificarán bacterias y malasezzia (levadura con forma de huella muy habitual en otitis. *7. PRUEBAS ESPECIALES* *7.1. Obtención de frotis vaginal* La citología vaginal en la perra se usará para conocer la fase del ciclo estral y para detectar algunas patologías reproductivas. Para realizarla, se usará un hisopo largo no estéril y guantes. La técnica es la siguiente: * La perra tiene que estar de pie y con la sujeción mínima para que no se desplace. * Limpiar la zona vulvar con una solución diluida de clorhexidina para no contaminar la muestra. * Introducir el bastoncillo de forma casi vertical (apuntando a la zona lumbosacra), para evitar la uretra, cuando se note resistencia cambiar a posición horizontal para alcanzar el fondo vaginal. * Rotar el hisopo y sacarlo. * Extender la muestra sobre un porta haciéndolo rodar en diferentes líneas horizontales. * Teñir la muestra de forma habitual. *7.2. Extracción de líquido cefalorraquídeo* El líquido cefalorraquídeo se encuentra recubriendo el sistema nervioso central. Su análisis se realizará para el diagnóstico de enfermedades neurológicas: Los materiales necesarios son: * Máquina de rasurar. * Guantes estériles. * Solución desinfectante para la piel. * Agujas espinales: más largas (hasta 8 cm) y de 21 o 22 G. * Tubos estériles con EDTA y vacíos. * Portaobjetos. La técnica nucal es la siguiente: * El paciente ha de estar anestesiado, colocarlo tumbado lateralmente y rasurar la zona nucal desde la parte posterior del cráneo hasta la segunda vértebra. * Desinfectar la piel con clorhexidina o yodo. * Flexionar el cuello del animal de tal manera que el morro apunte hacia el esternón. * El veterinario introducirá la aguja espinal hasta el espacio de la cisterna magna. * El líquido comenzará a fluir, desechar las primeras dos gotas y recoger el resto en los tubos que se han preparado. La muestra de LCR se deteriora muy rápido, por lo que hay que hay que analziarla inmediatamente o refrigerarla antes de 30 minutos. Los tubos con EDTA se usarán para el recuento celular y la citología, los tubos vacíos para los cultivos o pruebas PCR. *7.3. Extracción de muestras para anticuerpos de rabia* La rabia es una enfermedad vírica contagiosa por mordedura, que es mortal en mamíferos y potencialmente mortal en seres humanos. Por ello, es una enfermedad de control obligatorio en la mayor parte del mundo. Para viajar fuera de la UE o para entrar a la UE desde terceros países exigirán la vacunación antirrábica en regla y la prueba de anticuerpos de rabia. Cuando se vacuna de rabia a un perro, un gato o un hurón, estos producirán en su organismo gran cantidad de anticuerpos para este virus. Para comprobar la inmunidad de animales vacunados antes de que entren a un país con control de rabia, se realizará una cuantificación de anticuerpos de rabia en suero. Solo laboratorios autorizados pueden realizar esta prueba con validez legal (en España hay dos: Santa Fe en Granada e IDEXX en Barcelona). Las *consideraciones* a tener en cuenta son las siguientes: > Es un procedimiento con validez legal. El procedimiento de toma de muestras, rotulado y relleno de impresos debe ser preciso y correcto. > Solo se tomarán muestras de animales vacunados al menos un mes antes. No puede vacunarse de rabia animales de menos de tres meses de edad, así que nunca se hará esta prueba antes de los cuatro meses de edad ni antes de los 30 días tras la vacunación. > Se necesitará una cantidad mínima de suero, normalmente 1 ml. Para conseguir 1ml de suero se recomienda un mínimo de 3 ml de sangre. > Los resultados pueden tardar hasta un mes en llegar, son pruebas que hay que planificar meses previos al viaje. *7.4. Perfiles de laboratorio* Los perfiles son un conjunto de parámetros que se analizan conjuntamente en relación con determinadas situaciones o patologías. *a) Perfil preanestésico y perfil básico* Son perfiles generales que se usan antes de anestesiar a un animal o para hacer un chequeo general básico en animales sanos menores de 7 años. Incluye: > Hemograma completo. > Bioquímica básica: → ALT, FAL. → Urea, Creatinina. → Glucosa. → Proteínas totales y albúmina. En caso de que la anestesia sea para una cirugía se recomienda coagulación: TP, TPPA. Se necesitará 1ml sangre EDTA, 0,5 ml de suero/plasma y un tubo citrato congelado. *b) Perfil general completo* Se usa para animales con patologías o mayores de 7 años. Incluye los parámetros anteriores y además: > AST Y Bilirrubina. > Amilasa y Lipasa. > Calcio. > Sodio, potasio y cloro. > Fósforo. > Colesterol. Se añadirán pruebas de coagulación si va a intervenir quirúrgicamente o se sospecha de problemas de coagulación. Se necesitará: > 1 ml de sangre EDTA. > 1 ml de suero/plasma. *c) Perfil hipotiroidismo canino* Los perfiles generales básico y completo son los más usados, pero el laboratorio ofertará muchos más, por ejemplo perfiles hormonales. Para diagnóstico y control del hipotiroidismo: > Hemograma. > ALT, AST, FAL. *> Bilirrubina, colesterol y triglicéridos.* *> Urea y Creatinina.* *> Albúmina, Globulinas y proteínas totales.* *> T4 y TSH.* Se necesitará: > 1,8 ml de suero. > 1 ml EDTA. *d) Perfiles de enfermedades infecciosas* *Perfil Leishmania:* > Hemograma. > ALT, FAL. > Proteinograma (Albúminas y sus subtipos, Globulinas y sus subtipos). > Urea y Creatinina. > Prueba IFI de Anticuerpos de Leishmania infantum. > Urianálisis y UPC en orina. Se necesitará: > 0,5 ml suero. > 1ml sangre EDTA. > 5 ml de orina. *8. PARÁMETROS FISIOLÓGICOS EN ANIMALES DE COMPAÑÍA.*