THph_2014_BROU_Paul.pdf

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http://portaildoc.univ-lyon1.fr Creative commons : Paternité - Pas d’Utilisation Commerciale - Pas de Modification 2.0 France (CC BY-NC-ND 2.0) http://creativecommons.org/licenses/by-nc-nd/2.0/fr BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  UNIVERSITE CLAUDE BERNARD - LYON 1 FACULTE DE PHARMACIE INSTITUT DES SCIENCES PHARMACEUTIQUES ET BIOLOGIQUES 2014 THESE n° 65 THESE pour le DIPLOME D'ETAT DE DOCTEUR EN PHARMACIE présentée et soutenue publiquement le 27 Mai 2014 par M. BROU Paul R. Jr Né le 28 Octobre 1989 à Abidjan, Côte d’Ivoire ***** CULTURE DE CELLULES ANIMALES DANS L'INDUSTRIE PHARMACEUTIQUE: PRODUCTION DE PROTEINES THERAPEUTIQUES D'UNE PETITE ECHELLE A UNE ECHELLE INDUSTRIELLE. ***** JURY M LAWTON Philippe Professeur Mme MULARONI Angélique, Maître de Conférences Universitaire Mme PETIOT Emma, Maître de Conférences Universitaire M SEVE Nicolas, Responsable Scientifique BRD, Sanofi Pasteur Mme ROSHCHUPKINA Iryna Process Manager, Bausch & Lomb BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  UNIVERSITE CLAUDE BERNARD LYON 1 Président de l’Université M. François-Noël GILLY Vice-Président du Conseil d’Administration M. Hamda BEN HADID Vice-Président du Conseil Scientifique M. Germain GILLET Vice-Président du Conseil des Etudes et de la Vie Universitaire M. Philippe LALLE Composantes de l’Université Claude Bernard Lyon 1 SANTE UFR de Médecine Lyon Est Directeur : M. Jérôme ETIENNE UFR de Médecine Lyon Sud Charles Directeur : Mme Carole BURILLON Mérieux Institut des Sciences Pharmaceutiques et Directrice : Mme Christine VINCIGUERRA Biologiques UFR d'Odontologie Directeur : M. Denis BOURGEOIS Institut des Techniques de Réadaptation Directeur : M. Yves MATILLON Département de formation et centre de Directeur : M. Pierre FARGE recherche en Biologie Humaine SCIENCES ET TECHNOLOGIES Faculté des Sciences et Technologies Directeur : M. Fabien DE MARCHI UFR de Sciences et Techniques des Directeur : M. Yannick VANPOULLE Activités Physiques et Sportives (STAPS) Ecole Polytechnique Universitaire de Lyon Directeur : M. Pascal FOURNIER (ex ISTIL) I.U.T. LYON 1 Directeur : M. Christophe VITON Institut des Sciences Financières et Directrice : M. Nicolas LEBOISNE d'Assurance (ISFA) I.U.F.M. Directeur : M. Alain MOUGNIOTTE -1- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  UNIVERSITE CLAUDE BERNARD LYON 1 ISPB - Faculté de Pharmacie Lyon Directrice : Madame la Professeure Christine VINCIGUERRA Directeurs Adjoints : Madame S. BRIANCON, Monsieur P. LAWTON, Monsieur P. NEBOIS Madame S. SENTIS, Monsieur M. TOD Directrice Administrative : Madame P. GABRIELLE LISTE DES DEPARTEMENTS PEDAGOGIQUES DEPARTEMENT PEDAGOGIQUE DE SCIENCES PHYSICO-CHIMIQUE ET PHARMACIE GALENIQUE CHIMIE ANALYTIQUE, GENERALE, PHYSIQUE ET MINERALE Monsieur Raphaël TERREUX (Pr) Monsieur Pierre TOULHOAT (Pr-PAST) Julie-Anne CHEMELLE (MCU) Monsieur Lars-Petter JORDHEIM (MCU) Madame Christelle MACHON (AHU) Madame PHARMACIE GALENIQUE - COSMETOLOGIE Madame Stéphanie BRIANCON (Pr) Madame Françoise FALSON (Pr) Monsieur Hatem FESSI (Pr) Madame Joëlle BARDON (MCU - HDR) Madame Marie-Alexandrine BOLZINGER (MCU - HDR) Madame Sandrine BOURGEOIS (MCU) Madame Ghania HAMDI-DEGOBERT (MCU-HDR) Monsieur Plamen KIRILOV (MCU) Monsieur Fabrice PIROT (MCU - PH - HDR) Monsieur Patrice SEBERT (MCU - HDR) BIOPHYSIQUE Monsieur Richard COHEN (PU – PH) Madame Laurence HEINRICH (MCU) Monsieur David KRYZA (MCU – PH) Madame Sophie LANCELOT (MCU - PH) Monsieur Cyril PAILLER-MATTEI (MCU-HDR) DEPARTEMENT PEDAGOGIQUE PHARMACEUTIQUE DE SANTE PUBLIQUE DROIT DE LA SANTE Monsieur François LOCHER (PU – PH) Madame Valérie SIRANYAN (MCU-HDR) ECONOMIE DE LA SANTE Madame Nora FERDJAOUI MOUMJID (MCU-HDR) Monsieur Hans-Martin SPÄTH (MCU) Madame Carole SIANI (MCU – HDR) INFORMATION ET DOCUMENTATION Monsieur Pascal BADOR (MCU - HDR) HYGIENE, NUTRITION, HYDROLOGIE ET ENVIRONNEMENT Madame Joëlle GOUDABLE (PU – PH) -2- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  DISPOSITIFS MEDICAUX Monsieur Gilles AULAGNER (PU – PH) Monsieur Daniel HARTMANN (Pr) QUALITOLOGIE – MANAGEMENT DE LA QUALITE Madame Alexandra CLAYER-MONTEMBAULT (MCU) Monsieur François COMET (MCU) Monsieur Vincent GROS (MCU PAST) Madame Pascale PREYNAT (MCU PAST) MATHEMATIQUES – STATISTIQUES Madame Claire BARDEL-DANJEAN (MCU) Madame Marie-Aimée DRONNE (MCU) Madame Marie-Paule PAULTRE (MCU - HDR) DEPARTEMENT PEDAGOGIQUE SCIENCES DU MEDICAMENT CHIMIE ORGANIQUE Monsieur Pascal NEBOIS (Pr) Madame Nadia WALCHSHOFER (Pr) Monsieur Zouhair BOUAZIZ (MCU - HDR) Madame Christelle MARMINON (MCU) Madame Sylvie RADIX (MCU - HDR) Monsieur Luc ROCHEBLAVE (MCU- HDR) CHIMIE THERAPEUTIQUE Monsieur Roland BARRET (Pr) Monsieur Marc LEBORGNE (Pr) Monsieur Laurent ETTOUATI (MCU - HDR) Monsieur Thierry LOMBERGET (MCU - HDR) Madame Marie-Emmanuelle MILLION (MCU) BOTANIQUE ET PHARMACOGNOSIE Madame Marie-Geneviève DIJOUX-FRANCA (Pr) Madame Anne-Emmanuelle DE BETTIGNIES (MCU) Madame Isabelle KERZAON (MCU) Monsieur Serge MICHALET (MCU) PHARMACIE CLINIQUE, PHARMACOCINETIQUE ET EVALUATION DU MEDICAMENT Madame Roselyne BOULIEU (PU – PH) Madame Magali BOLON-LARGER (MCU - PH) Madame Céline PRUNET-SPANO (MCU) Madame Catherine RIOUFOL (MCU-PH-HDR) DEPARTEMENT PEDAGOGIQUE DE PHARMACOLOGIE, PHYSIOLOGIE ET TOXICOLOGIE TOXICOLOGIE Monsieur Jérôme GUITTON (PU – PH) Monsieur Bruno FOUILLET (MCU) Monsieur Sylvain GOUTELLE (MCU-PH) Madame Léa PAYEN (MCU - HDR) PHYSIOLOGIE Monsieur Christian BARRES (Pr) Monsieur Daniel BENZONI (Pr) Madame Kiao Ling LIU (MCU) Monsieur Ming LO (MCU - HDR) -3- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  PHARMACOLOGIE Monsieur Bernard RENAUD (Pr) Monsieur Michel TOD (PU – PH) Monsieur Luc ZIMMER (PU – PH) Madame Bernadette ASTIER (MCU - HDR) Monsieur Roger BESANCON (MCU) Madame Evelyne CHANUT (MCU) Monsieur Nicola KUCZEWSKI (MCU) Monsieur Olivier CATALA (Pr PAST) Monsieur Pascal THOLLOT (MCU PAST) Madame Corinne FEUTRIER (MCU-PAST) DEPARTEMENT PEDAGOGIQUE DES SCIENCES BIOMEDICALES A IMMUNOLOGIE Monsieur Jacques BIENVENU (PU – PH) Monsieur Guillaume MONNERET (PU-PH) Madame Cécile BALTER-VEYSSEYRE (MCU - HDR) Monsieur Sébastien VIEL (AHU) HEMATOLOGIE ET CYTOLOGIE Madame Christine TROUILLOT-VINCIGUERRA (PU - PH) Madame Brigitte DURAND (MCU - PH) Monsieur Olivier ROUALDES (AHU) MICROBIOLOGIE et MYCOLOGIE FONDAMENTALE ET APPLIQUEE AUX BIOTECHNOLOGIES INDUSTRIELLES Monsieur Patrick BOIRON (Pr) Monsieur Jean FRENEY (PU – PH) Madame Florence MORFIN (PU – PH) Monsieur Didier BLAHA (MCU) Madame Anne DOLEANS JORDHEIM (MCU) Madame Emilie FROBERT (MCU - PH) Mme Veronica RODRIGUEZ-NAVA (MCU) Madame Ghislaine DESCOURS (AHU) PARASITOLOGIE, MYCOLOGIE MEDICALE Monsieur Philippe LAWTON (Pr) Madame Nathalie ALLIOLI (MCU) Madame Samira AZZOUZ-MAACHE (MCU-HDR) DEPARTEMENT PEDAGOGIQUE DES SCIENCES BIOMEDICALES B BIOCHIMIE – BIOLOGIE MOLECULAIRE – BIOTECHNOLOGIE Madame Pascale COHEN (Pr) Monsieur Alain PUISIEUX (PU - PH) Monsieur Karim CHIKH (MCU - PH) Madame Carole FERRARO-PEYRET (MCU-PH) Madame Caroline MOYRET-LALLE (MCU – HDR) Madame Angélique MULARONI (MCU) Madame Stéphanie SENTIS (MCU) Monsieur Olivier MEURETTE (MCU) Monsieur Benoit DUMONT (AHU) BIOLOGIE CELLULAIRE Madame Bénédicte COUPAT-GOUTALAND (MCU) Monsieur Michel PELANDAKIS (MCU - HDR) -4- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  INSTITUT DE PHARMACIE INDUSTRIELLE DE LYON Monsieur Philippe LAWTON (Pr) Madame Angélique MULARONI (MCU) Monsieur Patrice SEBERT (MCU – HDR) Madame Valérie VOIRON (MCU - PAST) Assistants hospitalo-universitaires sur plusieurs départements pédagogiques Madame Emilie BLOND Madame Christelle MOUCHOUX Madame Florence RANCHON Attachés Temporaires d’Enseignement et de Recherche (ATER) Monsieur Eyad AL MOUAZEN 85ème section Monsieur Boyan GRIGOROV 87ème section Madame Mylène HONORAT 85ème section Monsieur Abdalah LAOUINI 85ème section Madame Marine CROZE 86ème section Pr : Professeur PU-PH : Professeur des Universités, Praticien Hospitalier MCU : Maître de Conférences des Universités MCU-PH : Maître de Conférences des Universités, Praticien Hospitalier HDR : Habilitation à Diriger des Recherches AHU : Assistant Hospitalier Universitaire PAST : Personnel Associé Temps Partiel -5- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Remerciements Je tiens à formuler mes plus sincères remerciements: - Au Professeur LAWTON pour m’avoir fait l’honneur d’accepter de présider mon jury de thèse. - Au Docteur MULARONI pour sa disponibilité et ses conseils durant tout l'encadrement cette thèse. - Au Docteur PETIOT pour sa disponibilité et pour la rigueur scientifique qu'elle m'a transmise. - A Monsieur SEVE pour l'ensemble des corrections et recommandations effectuées au cours de mon travail. - Au Docteur ROSHCHUPKINA pour son expertise et ses conseils. - A tous les membres de ce jury de thèse pour la spontanéité avec laquelle ils ont accepté de faire partie de ce jury. Malgré les emplois du temps chargés, tous les membres du jury ont très vite accepté de m'accompagner dans ce travail et cela m'a énormément touché et j'espère pouvoir en faire autant dans les années à venir. - A mes parents pour leur soutient inconditionnel. Votre amour et votre constance m'ont donné les repères dont j’avais besoin. - A toute ma famille: Eric, Daniel, Fabrice, Serge, Philomène, Tiphaine, Axel… - A JMK et la vieille mère qui m'ont hébergé pendant cette période de rédaction et avec qui j'ai pu élever mon niveau de spiritualité. - A Aka Ida et Déki Boris qui ne sont plus de ce monde, may Jah keep ya soul!! -6- BROU (CC BY-NC-ND 2.0) « Sur le plan de la méthodologie scientifique, il faut être sévère avec soi-même » Cheick Anta Diop -7- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Tables des matières Table des matières REMERCIEMENTS.................................................................................................................. 6 TABLE DES MATIERES......................................................................................................... 8 NOMENCLATURE..................................................................................................................10 INTRODUCTION....................................................................................................................12 CULTURE DE CELLULES ANIMALES..............................................................................14 I. ENJEUX.........................................................................................................................................14 II. CELLULES...................................................................................................................................16 II.1. Cellules normales............................................................................................................... 16 II.2. Cellules continues.............................................................................................................. 16 II.3. Adhérence des cellules..................................................................................................... 18 III. MILIEUX DE CULTURE.............................................................................................................19 III.1. Milieux de culture avec sérum animal.................................................................... 19 III.1.1 Milieux de base........................................................................................................................................ 19 III.1.2 Sérum de veau fœtal............................................................................................................................. 22 III.2. Milieux de culture sans sérum animal.................................................................... 23 III.2.1 Milieu sans sérum.................................................................................................................................. 24 III.2.2 Milieu sans composés d’origine animale.................................................................................... 24 III.2.3 Milieu sans protéines........................................................................................................................... 25 III.2.4 Milieu de composition chimiquement définie.......................................................................... 25 IV. CROISSANCE CELLULAIRE EN REACTEUR.............................................................................27 IV.1. Métabolisme énergétique............................................................................................. 27 IV.1.1 Glucose........................................................................................................................................................ 27 IV.1.2 Acides aminés.......................................................................................................................................... 28 IV.1.3 Lactate et ions ammonium................................................................................................................ 29 IV.1.4 Nucléotides................................................................................................................................................ 30 IV.1.5 Lipides......................................................................................................................................................... 30 IV.1.6 Vitamines et cofacteurs....................................................................................................................... 31 IV.1.7 Eléments minéraux............................................................................................................................... 31 IV.1.8 Oxygène....................................................................................................................................................... 32 IV.1.9 Dioxyde de carbone............................................................................................................................... 32 IV.2. Paramètres physico-chimiques.................................................................................. 34 IV.2.1 Température............................................................................................................................................. 34 IV.2.2 pH................................................................................................................................................................... 35 IV.2.3 Osmolalité.................................................................................................................................................. 35 INGENIERIE ET CULTURE CELLULAIRE........................................................................37 I. SYSTEMES DE CULTURE.............................................................................................................37 I.1. Technologies de bioréacteur agité.............................................................................. 37 I.1.1 Cuve agitée................................................................................................................................................... 38 I.1.2 Air lift.............................................................................................................................................................. 39 I.1.3 Réacteurs à usage unique...................................................................................................................... 39 I.2. Modes d’alimentation........................................................................................................ 43 I.2.1 Mode discontinu........................................................................................................................................ 43 I.2.2 Mode semi-continu................................................................................................................................... 44 I.2.3 Mode continu............................................................................................................................................... 44 II. HYDRODYNAMIQUE GLOBALE.................................................................................................46 II.1. Géométrie des réacteurs................................................................................................. 46 II.2. Agitation................................................................................................................................ 48 II.3. Hydrodynamique............................................................................................................... 50 III. TRANSFERT GAZEUX...............................................................................................................53 III.1. Transfert d'oxygène........................................................................................................ 53 III.2. Transfert de dioxyde de carbone............................................................................... 54 IV. TEMPS CARACTERISTIQUES...................................................................................................57 -8- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Tables des matières PASSAGE A L'ECHELLE INDUSTRIELLE........................................................................60 I. EXTRAPOLATION DIMENSIONNELLE DE LA CULTURE CELLULAIRE....................................60 II. ETUDE DE CAS...........................................................................................................................64 II.1. Production d'un anticorps monoclonal................................................................... 64 II.2. Stratégie................................................................................................................................. 67 II.3. Comparaison des performances entre les échelles............................................. 71 II.4. Conclusion............................................................................................................................. 76 II.5. Commentaire....................................................................................................................... 77 CONCLUSION.........................................................................................................................78 BIBLIOGRAPHIE...................................................................................................................79 -9- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Nomenclature Nomenclature Variables B Largeur des contre-pales m C Espace libre entre l’agitateur et le fond de la cuve m D Diamètre de l’agitateur m db Diamètre moyen des bulles m dc Diamètre moyen des cellules m Constante de gravité m.s-2 Coefficient de transfert de matière de O2 du côté m.s-1 liquide Coefficient volumique de transfert d’O2 s-1 -1 kLa Temps de transfert d'oxygène s Coefficient volumique de transfert de CO2 s-1 Vitesse d'agitation m.s-1 T Vitesse d'agitation terminale m.s-1 Puissance dissipée en présence d’aération W Puissance dissipée en absence d'aération W Pression partielle en oxygène Pa Pression partielle en oxygène Pa Vitesse spécifique de consommation d’oxygène par mol/105cell/h les cellules animales Vitesse d’élimination du CO2 mmHg.s-1 T Diamètre de la cuve m Tcirc Temps de circulation s Tct Temps caractéristique de transfert s Tm Temps de mélange s Vitesse superficielle de gaz m.s-1 Volume de liquide m3 w Largeur de l’agitateur m Z Hauteur du liquide m Variables grecques α Coefficient du système de culture - β Coefficient du système de culture - Taux de cisaillement s-1 Masse volumique kg.m-3 μ Viscosité dynamique. Pa.s Viscosité cinématique newtonienne m2.s-1 Nombres adimensionnels Nombre de puissance -10- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Nomenclature Abréviations ADN Acide désoxyribonucléique AMM Autorisation de mise sur le marché ATP Adénosine triphosphate BHK Baby Hamster Kidney CA Chiffre d’affaire CHO Chinese Hamster Ovary DMEM Dulbecco's Modified Eagle's Medium EGF Epidermal Growth Factor EMA European Medecines Agency FDA Food and Drug Administration FGF Fibroblast Growth Factor Gal Galactose Glc Glucose HEK Human embryonic kidney IGF Insuline-like Growth Factor MDCK Madin-Darby Canine Kidney Mds$ Milliards de dollar MEM Modified Eagle's Medium MRC-5 Medical Research Coucil 5 OCDE Organisation de coopération et de développement économiques OMS Organisation Mondial de la Santé OTR Oxygen Transfer Rate OUR Oxygen Uptake Rate rpm Revolutions Per Minute (tours par minute) RPMI Roswell Park Memorial Institute Sf9 Spodoptera frugiperda 9 ST Swine testicular UDP-Glc Uridine-diphosphate-glucose UDP-gal Uridine-diphosphate-galactose WI-38 Wistar Institute 38 -11- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Introduction Introduction Au cours de ces dernières décennies de nombreux progrès en génétique et en culture de d'organismes vivants ont conduit à l'émergence de l'utilisation de systèmes biologiques dans la production de substances médicamenteuses 1. Ces systèmes constituent une alternative pour la synthèse de molécules non accessibles par voie chimique exclusive. Dans cette thèse, un intérêt tout particulier a été porté sur les cellules animales. Ces cellules sont capables d'effectuer des modifications post traductionnelles indispensables à l'activité des protéines thérapeutiques. La culture de cellules animales permet la production de nombreuses molécules thérapeutiques telles que des vaccins et des protéines recombinantes. Actuellement, 60 à 70% des protéines recombinantes pharmaceutiques sont produites dans les cellules de mammifères. La mise en place de procédé de culture de cellules animales industriel fiable requiert de longues investigations et des compétences multidisciplinaires. Dans un premier temps, il est nécessaire de connaître les paramètres biologiques de la cellule animale utilisée et de maitriser leur impact sur la croissance cellulaire et la production de la molécule d'intérêt. En effet, la connaissance des paramètres optimaux pour la croissance et la production de la molécule d'intérêt permet de définir les conditions opératoires du procédé de culture. Ensuite, la technologie, dans laquelle la culture cellulaire est effectuée, est sélectionnée en regard des conditions opératoires. La production de molécules thérapeutiques est ainsi réalisée à l'échelle de quelques litres, cette échelle constitue la base du dimensionnement de la culture industrielle. -12- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Introduction L'ensemble des facteurs susceptibles d'influencer le comportement des cellules est illustré sur la figure suivante (Figure 1): Figure 1 Facteurs du procédé de culture susceptibles d’influencer le comportement des cellules animales2. Enfin des critères d'extrapolation sont choisis en fonction de l'importance relative des paramètres de la culture à petite échelle. Ils seront utilisés pour réaliser le transfert à l'échelle de production industrielle. Cette thèse présente de façon exhaustive les phénomènes à prendre en compte pour réaliser un procédé industriel à partir d'un procédé de culture de cellules animales à petite échelle. Le choix de la cellule animale et l'ensemble des d'analyses de la qualité du produit ne sont pas discutés. A travers cette thèse, l'importance de la diversité des compétences requises pour effectuer le transfert d'une culture de cellules animales d'une petite échelle à une échelle industrielle sera soulignée. -13- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales Culture de cellules animales I. Enjeux En 1982, l’insuline humaine, développée par Genentech et produite par Eli Lilly & Co, a été la première protéine recombinante à obtenir une autorisation de mise sur le marché (AMM) pour un usage thérapeutique, AMM délivrée par l’agence fédérale américaine des produits alimentaires et médicaux (FDA) et l’agence européenne du médicament (EMA). L’insuline recombinante humaine a remplacé celle extraite à partir de tissus animaux, aSméliorant ainsi la sécurité sanitaire. Depuis, le développement rapide des connaissances et techniques a considérablement 3 fait évoluer l’industrie pharmaceutique vers la biotechnologie. Le secteur biopharmaceutique représente une proportion importante et croissante du marché pharmaceutique global. En 2007, les ventes de tous les produits biologiques se chiffraient à 94 milliards de dollars et ont représenté le segment le plus dynamique de l'industrie pharmaceutique4. Actuellement, 907 molécules thérapeutiques issues de la biotechnologie sont en phase de développement aux Etats-Unis 5. Aujourd’hui, les médicaments issus des biotechnologies (Tableau 1) génèrent un chiffre d’affaire annuel de l’ordre de 140 milliards de dollars6. -14- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales Tableau 1 Entreprises et médicaments ayant généré le chiffre d’affaire le plus important en 20116 CA Part de marché CA Part de (Mds$) (%) (Mds$) marché (%) Roche 21,4 15,5 Enbrel 6,2 4,5 Amgen 14,8 10,7 Remicade 6,0 4,4 Sanofi-Aventis 11,5 8,3 Humira 6,0 4,3 Novo Nordisk 8,8 6,4 Avastin 5,5 4,0 Abbott 7,4 5,4 Mabthera 5,0 3,6 J&J 6,7 4,8 Lantus 4,7 3,4 Merck & Co 6,6 4,8 Lovenox 4,3 3,1 Pfizer 6,2 4,5 Herceptin 4,2 3,0 Lilly 5,9 4,3 Neulasta 3,8 2,8 Novartis 5,6 3,9 Epogen 3,3 2,4 Top 10 94,9 68,6 Top 10 49,0 35,4 Ces médicaments sont principalement des protéines recombinantes impliquées dans les traitements du cancer, du diabète, du retard de croissance, de l’hémophilie, des hépatites et autres maladies auto-immunes. La majorité de ces médicaments est destinée à un usage thérapeutique, seule une faible proportion de ceux-ci est utilisée pour le diagnostic 7. Actuellement, la majorité des protéines recombinantes pharmaceutiques sont produites dans des cellules animales dont 60 à 70% dans les cellules de mammifères8. L’un des principaux avantages des cellules animales réside dans leur capacité à réaliser les modifications post-traductionnelles, dont la glycosylation, au cours de la synthèse de protéines recombinantes. L’état de glycosylation est important pour de nombreuses propriétés de la protéine: pharmacocinétique, bioactivité, sécrétion, solubilité, antigénicité... La maîtrise des cultures de cellules animales pour produire des substances bioactives constitue un enjeu thérapeutique majeur qui génère des revenus importants. -15- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales II. Cellules II.1. Cellules primaires Il faut remonter à la moitié du dernier siècle pour observer les premières applications industrielles des procédés de culture de cellules animales. Celles-ci concernaient principalement la production de vaccin9. Alors que les vaccins étaient principalement produits à l'aide d'œufs de poule embryonnés, les méthodes alternatives utilisant des cellules se sont rapidement imposées. Les premiers travaux portaient sur des cultures primaires, dans lesquelles les cellules provenant directement de la digestion de tissus conservent leurs propriétés de différenciation proches de l’organe d’origine10. Mais, leur préparation fastidieuse, leur durée de vie limitée, leur sensibilité aux contraintes en bioréacteurs, les risques de contaminations virales et les problèmes de reproductibilité lot-à-lot, en font des outils inadéquats à l’échelle industrielle2. Des souches cellulaires humaines diploïdes ont alors été préférées pour la production industrielle de nombreux vaccins antiviraux11. Développées au cours des années 1960, les souches WI-38 et MRC-5, issues de cellules pulmonaires de fœtus humains, en sont des exemples représentatifs 12,13. Leur utilisation à grande échelle reste un défi du fait de leur faible productivité et de leur sénescence après quelques semaines de propagation in vitro2. II.2. Cellules continues Les cellules issues de lignées continues (Tableau 2) possèdent en théorie une capacité illimitée d’effectuer des divisions. L’utilisation des lignées continues a permis des progrès important dans les procédés de culture en bioréacteur2. -16- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales Tableau 2 Lignées cellulaires les plus utilisés dans les procédés industriels2 Cellules Origine Applications Vaccin viraux humains et Vero Cellules épithéliales de rein de singe vert vétérinaires ST Cellules épithéliales de testicules de porc Vaccin viraux vétérinaires MDCK Cellules épithéliales de rein de chien Vaccin viraux vétérinaires CHO Cellules d’ovaire de hamster chinois Protéines recombinantes BHK Cellules de rein de bébé hamster Facteur VIII Cellules épithéliales de rein humain HEK293 Adénovirus transformées PER.C6 Cellules de rétine humaine Protéines recombinantes NS0 Cellules de myélome de souris Protéines recombinantes Hybridomes Cellules hybrides murines Anticorps monoclonaux Sf9 Cellules d’insectes Protéines recombinantes High-5 En effet, en 1975 Georges Köhler et César Milstein ont mis au point une technique de production d'anticorps monoclonaux à partir des cellules d’hybridomes issues de la fusion entre des lymphocytes de rongeurs et de myélome 14. En 1984, ces scientifiques reçurent le prix Nobel de médecine pour cette découverte dont les anticorps produits sont aujourd’hui utilisés majoritairement pour des usages diagnostics. Les lignées continues sont généralement, soit des cellules cancéreuses prélevées chez un patient, soit des cellules ayant subi une mutation dans des gènes impliqués dans le cycle cellulaire, soit des cellules transformées par un oncogène15. L’utilisation de ces cellules dans le but de produire des substances thérapeutiques a été progressivement acceptée dans les années 1980. Cette utilisation est régie par les exigences et réglementations de l’OMS16. Par exemple, les cellules Vero, issues de rein de singe vert, sont largement cultivées à grande échelle pour produire de nombreux vaccins humains et vétérinaires15. Hormis les cellules de mammifères, les cellules d’insectes, infectées par un baculovirus porteur du gène codant pour la protéine d’intérêt, constituent aussi des outils attractifs pour la production de protéines17. -17- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales II.3. Adhérence des cellules De nombreuses lignées cellulaires ont été générées à partir de cellules extraites de tissus dans lesquels les cellules sont au contact les unes des autres, chacune constituant un support pour ses voisines. En culture in vitro également, ces lignées ont naturellement besoin d’adhérer à un support pour se développer, celui-ci pouvant être la paroi du flacon de culture (culture statique), ou encore la surface de petites billes spécialement ajoutées à cet effet (porteurs) ou même d’autres cellules (agrégats). A grande échelle, la culture de cellules adhérentes présente deux inconvénients majeurs: la limitation d’espace disponible pour la propagation cellulaire à la surface de ces systèmes, et l’apparition de limitations diffusionnelles dans les agrégats 18. Les cellules cultivées sur porteur sont plus sensibles aux fortes contraintes hydrodynamiques, ce qui limite leur volume de culture19. -18- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales III. Milieux de culture Les tous premiers milieux de culture n’étaient constitués que de fluides biologiques. Il s’est très vite avéré nécessaire de proposer des formulations mieux contrôlées et basées sur les composés essentielles à la croissance des cellules. De plus, des problèmes d'approvisionnement sont susceptibles de se produire pour de grands volumes de production. On retrouve ainsi deux grandes catégories de milieux de culture, selon qu’ils contiennent ou non des séra animaux. L’utilisation de milieux sans sérum se généralise pour la plupart des procédés qui sont en cours de développement ou qui ont été récemment implantés. Par contre, il existe certains procédés qui utilisent encore du sérum en raison de leur validation ancienne, de la mise en œuvre de cellules plus exigeantes, ou encore de l’usage diagnostic des produits générés2. Généralement, la substitution du sérum s'accompagne d'une perte de productivité. La recherche actuelle s'oriente vers le développement de milieu sans sérum capable de rattraper cette perte en productivité20. III.1. Milieux de culture avec sérum animal Les milieux de culture avec sérum sont constitués d’un milieu de base complété par un sérum animal, tel que le sérum de veau fœtal, ajouté à hauteur de 5 à 20% v/v18. III.1.1 Milieux de base Les milieux de base (MEM, DMEM, RPMI-1640, Ham’s F12...) se composent d’un mélange complexe d’éléments nutritifs nécessaires à la biosynthèse cellulaire (sels, acides aminés, vitamines, glucides) dans des concentrations définies 21,22,23,24 (Tableaux 3 et 4). De nombreuses variantes sont adaptées à diverses lignées cellulaires. Ces milieux de base, disponibles en poudre ou sous forme liquides, sont -19- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales parfois utilisés en combinaison. Leur préparation requiert l’utilisation d’une eau extrêmement pure, obtenue par osmose inverse, filtration et désionisation. Des antibiotiques (pénicilline, streptomycine, amphotéricine) sont parfois ajoutés, mais leur emploi prolongé n’est pas recommandé car ils peuvent masquer des contaminations latentes ou provoquer la sélection de contaminants résistants2 et des contrôles supplémentaires sont nécessaires pour démontrer leur élimination du produit final. -20- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales Tableau 3 Composition non exhaustive de milieux de culture de base avant supplémentation par le sérum de veau fœtal (concentrations exprimées en mg.L–1) 2,21,22,23,24 Milieux de base Composés MEM DMEM RPMI- Ham’s 1640 F12 Sels inorganiques Chlorure de calcium, 2H2O 200 265 44,1 Nitrate de calcium, 4H2O 100 Chlorure de magnésium, 6H2O 123 Sulfate de magnésium 97,67 97,67 48,84 Chlorure de potassium 400 400 400 224 Bicarbonate de sodium 3700 2000 1176 Chlorure de sodium 6800 6400 6000 7599 Phosphate de sodium dibasique 122 800 142,04 Phosphate de sodium monobasique 109 Sulfate de cuivre, 7H2O 0,0025 Sulfate ferreux, 7H2O 0,834 Nitrate de fer, 9H2O 0,1 Sulfate de zinc 0,863 Acides aminés L-Alanine 25 9 L-Arginine, HCl 126 840 200 211 L-Asparagine, H2O 50 50 15,01 L-Acide aspartique 30 20 13,3 L-Cystine, 2HCl 31,3 65,2 L-Cystéine, HCl, H2O 10 62,6 35 L-Acide glutamique 75 20 14,7 L-Glutamine 292 584 300 146 Glycine 50 30 10 7,51 L-Histidine, 3HCl, H2O 42 42 15 20,96 L-Isoleucine 52 105 50 3,94 L-Leucine 52 105 50 13,1 L-Lysine, HCl 72,5 1460 40 36,5 L-Méthionine 15 30 15 4,48 L-Phénylalanine 32 66 15 4,96 L-Proline 40 20 34,5 Hydroxy-L-Proline 20 L-Sérine 25 42 30 10,5 L-Thréonine 48 95 20 11,9 L-Tryptophane 10 16 5 2,04 L-Tyrosine, 2Na, 2H2O 51,9 103,79 28,83 7,78 L-Valine 46 94 20 11,7 -21- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales Tableau 4 Composition non exhaustive de milieux de culture de base avant supplémentation par le sérum de veau fœtal (concentrations exprimées en mg.L–1) (suite) 2,21,22,23,24 Milieux de base Composés MEM DMEM RPMI- Ham’s 1640 F12 Vitamines Acide p-aminobenzoïque 1 Acide folique 1 4 1 1,32 D-Acide Pantothénique 4 0,25 0,48 D-Biotine 0,1 0,2 0,0073 Chlorure de choline 1 4 3 13,96 L-Acide ascorbic, Na 50 Myo-Inositol 2 7,2 35 18 Niacinamide 1 4 1 0,037 Pyridoxine, HCl 1 4 1 0,062 Riboflavine 0,1 0,4 0,2 0,038 Thiamine, HCl 1 4 1 0,34 Vitamine B12 1,36 0,005 1,36 Autres Acide alpha-lipoïque 0,21 Acide linoléique 0,084 Acide pyruvique, Na 110 110 Adénosine 10 D-Glucose 1000 4500 2000 1802 Glutathion 1 Guanosine 10 Hypoxanthine 4,08 Rouge de phénol, Na 15,9 5,3 1,3 Putrescine, HCl 0,161 Thymidine 10 0,73 III.1.2 Sérum de veau fœtal Le sérum de veau fœtal contient, de nombreuses substances requises pour la prolifération cellulaire, telles que des facteurs de croissance, des hormones (insuline), des facteurs d’adhérence (fibronectine)2,18, des traces de métaux ainsi que des protéines de transport du fer ou des lipides (albumine, transferrine). De plus, il possède un effet protecteur contre le cisaillement * et contient des inhibiteurs de protéases, essentiels pour la qualité des protéines produites 25. Il sert également * Le cisaillement est une contrainte tangentielle appliquée sur la surface des cellules. -22- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales d’inhibiteur de trypsine dans le cas des cellules adhérentes 26. En dépit de ces avantages, l’utilisation du sérum de veau fœtal est rendue problématique du fait de sa variabilité entre les lots, de la demande croissante du marché et d’une charge élevée en protéines qui complique les étapes de purification de la protéine d’intérêt 27,28. Enfin, les risques de contamination par les virus animaux ou par des agents transmissibles non conventionnels, comme le prion, sont redoutés. Toutes ces raisons ont conduit au développement de milieux de culture sans sérum2. III.2. Milieux de culture sans sérum animal Pour pallier aux problèmes liés à l’utilisation de sérum de veau fœtal, des efforts ont été réalisés pour le remplacer par divers substituts2. Il s’agit donc de faire proliférer les cellules dans des milieux sans sérum en remplaçant ou non celui-ci par d’autres composés d’origine non animale (extraits de levures, protéines recombinantes, hydrolysats de protéines végétales). L’objectif ici est d’obtenir des résultats comparables, voire améliorés par rapport à ceux jusqu’alors connus29. Pour cela une connaissance précise des composés du sérum et de leurs effets sur la cellule a été nécessaire15,30. L’utilisation de milieu sans sérum a été initiée dans les années 1970 à 1980, et les études sont suffisamment avancées à l’heure actuelle pour que de nombreuses lignées cellulaires, telles que les lignées industrielles CHO ou les lignées d’hybridomes, soient adaptées et cultivées en routine dans des milieux sans sérum15,29. En revanche, les cellules adhérentes, qui ont des besoins plus importants, notamment pour les mécanismes d’adhésion, sont beaucoup moins faciles à adapter à une culture sans sérum15,28,31. Depuis les années 90, certaines lignées adhérentes ont été adaptées à la culture en milieu sans sérum32 et de nombreuses études ont permis de définir de nouveaux -23- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales agents, notamment impliqués dans la prolifération, l’adhésion et la protection des cellules adhérentes15,28, 33 , 34. Il faut cependant noter que les milieux sans sérum développés à ce jour sont souvent spécifiques d’une lignée cellulaire15. Différentes formulations de milieux sans sérum ont été développées, parmi lesquelles on distingue les appellations suivantes35:  milieu sans sérum  milieu sans composés d’origine animale  milieu sans protéines  milieu de composition chimiquement définie III.2.1 Milieu sans sérum Les milieux de culture sans sérum sont des milieux de base, précédemment cités (II.1.1), enrichis avec diverses molécules, le plus souvent extraites de tissus animaux, pour se rapprocher de l’action du sérum de veau fœtal. Les composés les plus courants sont : des protéines de transport (albumine, lipoprotéines, transferrine), des lipides et précurseurs de lipides (cholestérol, acide oléique, éthanolamine), des facteurs de croissance et des hormones (FGF, EGF, IGF-1, insuline, interleukine-6, etc.), des facteurs d’attachement (fibronectine, fétuine, laminine), des inhibiteurs de protéases (aprotinine), et d’autres molécules variées (biotine, glutathion, sélénium, etc.). Des substituts indéfinis d’origine animale (peptones, lactalbumine, caséine, fractions plasmatiques) peuvent être ajoutés. De nombreux milieux sans sérum adaptés à différentes lignées cellulaires sont ainsi commercialisés2. III.2.2 Milieu sans composés d’origine animale Au début des années 1990, pour répondre aux exigences accrues de sécurité, liées en particulier à la contamination par le prion, les organismes réglementaires ont incité les sociétés industrielles à développer des milieux n’utilisant aucune source -24- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales animale2. Deux alternatives ont été mises en œuvre conjointement. La première a consisté à utiliser des molécules recombinantes produites par fermentation bactérienne, comme l’insuline ou certains facteurs de croissance. La seconde a proposé l’ajout d’hydrolysats, tels que des hydrolysats de levures et des hydrolysats enzymatiques de protéines végétales d’origine variée (soja, blé, colza)2,36,37. Cette dernière alternative a été largement étudiée ces dix dernières années. Les résultats ont démontré l’effet positif de ces hydrolysats 38 , 39 , fractionnés ou non, sur les performances des procédés, même si les mécanismes d’action des peptides restent à élucider. Tout comme pour le sérum de veau fœtal, un des défauts des hydrolysats réside dans l’impossibilité de contrôler précisément leur composition en peptides, celle-ci étant largement influencée par le procédé d’hydrolyse (enzyme, durée, etc.) et par la source végétale40. Par exemple, le blé est plus riche en glutamine et glutamate, tandis que le soja contient davantage de tyrosine, phénylalanine et histidine. III.2.3 Milieu sans protéines Des milieux de culture complètement exempts de protéines ont été développés pour faciliter les étapes de purification des protéines produites. Dans ces conditions, la présence d’hydrolysats protéiques peut s’avérer indispensable pour compenser le déficit en protéines telles que l’albumine et la transferrine. Le sulfate de fer et le citrate ferrique peuvent aussi remplacer avantageusement la transferrine2. III.2.4 Milieu de composition chimiquement définie Plus récemment, des milieux chimiquement définis sont apparus sur le marché. Ces milieux ont une composition clairement détaillée, tous les constituants sont identifiés et leur concentration exacte est connue. Ils sont donc particulièrement adaptés à des études physiologiques approfondies ou à la compréhension des effets synergiques entre éléments nutritifs41. -25- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales -26- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales IV. Croissance cellulaire en réacteur Il est essentiel de mieux comprendre les interactions entre les cellules et leur environnement, pour pouvoir optimiser les procédés de culture de cellules animales. En effet, l’environnement a un impact sur le comportement de la cellule, il peut modifier sa vitesse de prolifération, sa morphologie, son métabolisme, sa capacité de production ainsi que la qualité de la protéine produite. La concentration en cellules viables résulte de deux mécanismes opposés que sont la croissance et la mort cellulaires. On observe que les conditions qui ralentissent la croissance accélèrent la mort cellulaire: épuisement en nutriment, température non optimale, contraintes hydrodynamiques2… La concentration en molécule d’intérêt récoltée dépend des mécanismes de production et de dégradation. La physiologie des cellules, leur capacité de synthèse et de sécrétion sont liées au milieu de culture. Il arrive souvent qu’un compromis doive être trouvé entre les conditions opératoires favorisant la croissance cellulaire et celles favorisant l’obtention du produit d’intérêt, car elles peuvent s’avérer opposées2. IV.1. Métabolisme énergétique Le métabolisme énergétique de la cellule, assimilé au métabolisme carboné central, comprend la glycolyse, le cycle des acides tricarboxyliques, la chaîne respiratoire et la glutaminolyse. Le glucose et la glutamine sont les principales sources d’énergie des cellules animales et permettent également d’alimenter la cellule en divers précurseurs métaboliques essentiels2. IV.1.1 Glucose Le glucose constitue la principale source de carbone et d’énergie apportée aux cellules. Sa concentration physiologique sérique chez l’homme est de 5 mmol.L-1. -27- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales Généralement, dans les milieux de culture, il est présent à des concentrations comprises entre 5 et 25 mmol.L-1. On peut retrouver des concentrations en glucose plus importantes notamment dans la culture de cellule CHO. Sa vitesse spécifique de consommation, de l’ordre de 0,1 à 0,5 mmole. 10–9 cellules. h–1, augmente avec la concentration de glucose dans le milieu. En fonction des concentrations de glucose utilisées, le rendement de lactate (§IV.1.3) produit par glucose consommé peut varier de 1 à 1,5 mole. mole–1, sa valeur théorique maximale étant de 2. Une limitation en oxygène favorise une augmentation de ce rendement. Afin de limiter la production de lactate, le glucose peut être associé ou substitué par d’autres glucides métabolisés plus lentement, comme le maltose42, le fructose43,44 ou le galactose45,46. IV.1.2 Acides aminés IV.1.2.1. Glutamine La glutamine est la deuxième source de carbone du milieu de culture, c’est un acide aminé important pour la croissance cellulaire et qui intervient en tant que précurseur pour la synthèse des nucléotides, des acides nucléiques et des acides aminés 47. La concentration en glutamine dans les milieux de culture est comprise entre 0,5 et 5 mmol. L-1, soit une concentration généralement 10 à 100 fois plus élevée que celle des autres acides aminés18. La glutamine sert également de composant régulateur lors de la réplication de l’ADN48,49. Il est important que le milieu de culture contienne de la glutamine, car les cellules animales sont soit dépourvues de glutamine synthétase (hybridomes et myélomes), ou soit possèdent une activité insuffisante (cellules CHO et BHK) pour synthétiser la glutamine à partir d’ions ammonium et de glutamate 50. Dans la plupart des lignées cellulaires continues, la glutaminolyse présente une forte dérégulation avec une consommation d’autant plus rapide que sa concentration dans le milieu est élevée (de l’ordre de 0,3 à 3 mmole.10–9cellules.h–1). -28- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales Son métabolisme est accompagné de l’accumulation d’ions ammonium potentiellement toxiques pour les cellules2. Le rendement d’ions ammonium produits par glutamine consommée est le plus souvent proche de 1 mole. mole-1. Pour limiter l’accumulation d’ions ammonium, la glutamine peut alors être substituée par d’autres acides aminés comme l’asparagine ou le glutamate, par des intermédiaires tels que le pyruvate, ou encore, par des dipeptides tels que l’alanine-glutamine (Glutamax®)2. IV.1.2.2. Autres acides aminés Les acides aminés sont les principaux pourvoyeurs d’azote, et sont impliqués dans la biosynthèse des protéines et des nucléotides chez les mammifères. Neuf acides aminés, normalement non synthétisés in vivo, sont dits essentiels pour les cultures de cellules animales. Il s’agit de l'histidine, l’isoleucine, la leucine, la lysine, la méthionine, la phénylalanine, la thréonine, le tryptophane, la tyrosine et la valine. Tous les acides aminés sont généralement présents, leur concentration varie en fonction du milieu de culture considéré. Alors que la plupart des acides aminés sont consommés par les cellules en cours de culture, certains d’entre eux, comme l’acide glutamique et l’alanine, sont produits et s’accumulent dans le milieu. Leurs vitesses de consommation sont très variables d’un acide aminé à l’autre, en fonction de la composition initiale du milieu de culture et selon la lignée cellulaire. Le métabolisme des peptides issus d’hydrolysats protéiques peut lever certaines limitations en acides aminés tout en ralentissant l’accumulation d’ions ammonium. IV.1.3 Lactate et ions ammonium Le lactate et les ions ammonium sont les deux coproduits principaux du métabolisme carboné central. Leur accumulation dans le milieu de culture à des niveaux trop élevés peut induire l’inhibition de la croissance cellulaire ou l’accélération de la mort cellulaire. De plus, le lactate participe à l’acidification du -29- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales milieu et à l’augmentation de son osmolarité. Les concentrations maximales généralement considérées comme acceptables sont de l’ordre de 20 mmol.L-1 pour le lactate et 2 mmol.L-1 pour les ions ammonium. Au-delà, des stratégies peuvent être mises en place pour réduire les effets inhibiteurs, comme une alimentation progressive en glucose et glutamine, leur substitution par des substrats métabolisés plus lentement ou une action directe sur les voies métaboliques intracellulaires2. IV.1.4 Nucléotides Les nucléotides sont des molécules essentielles pour le métabolisme cellulaire. En effet, les nucléotides mono-, di-, et tri-phosphates participent au maintien du métabolisme énergétique18. Ce sont également des précurseurs des nucléotides sucres, tels que l’UDP-Glc et l’UDP-Gal. Outre leur rôle dans diverses voies métaboliques, les nucléotides sucres sont des molécules indispensables au bon déroulement du processus de glycosylation, car ce sont des substrats donneurs de résidus glucidiques dans les réactions enzymatiques se déroulant dans le réticulum endoplasmique et l’appareil de Golgi. Enfin, les ribonucléotides et les désoxyribonucléotides participent à la synthèse de l’ARN et l’ADN18. IV.1.5 Lipides Les lipides sont des éléments constitutifs des membranes cellulaires. Le cholestérol et les acides gras sont les composants lipidiques principaux des milieux de culture51. Dans le cas de milieux sans sérum, il est indispensable de les ajouter pour assurer la croissance cellulaire 52. Certains acides gras essentiels, comme l’acide linoléique, ont un effet stimulateur sur la croissance cellulaire53. Dans les milieux sans sérum utilisés pour la culture de cellules de mammifères, la concentration en lipides est comprise entre 10 et 100 μg/L. Elle est de l'ordre de 1000 μg/L pour la culture de cellules d'insectes54. La supplémentation en acide linoléique des milieux sans sérum -30- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales est considérée comme essentielle pour améliorer la résistance des cellules aux contraintes hydrodynamiques des cultures agitées55. Certains acides gras améliorent la réplication du virus de l'hépatite C dans une culture de cellule d'hépatome 56. Les lipides sont peu solubles dans les milieux de culture. Certaines lignées cellulaires, telle que CHO, synthétisent elles-mêmes leur lipides, d’autres lignées en sont incapables de les synthétiser. Les cellules NS0 ne synthétisent pas de cholestérol et ne peuvent croître sans apport exogène de cholestérol57. L'effet de la supplémentation en lipides dépend de la cellule en culture. IV.1.6 Vitamines et cofacteurs Les vitamines sont des molécules organiques requises en faible quantité, qui ne peuvent pas être synthétisées et doivent donc entrer dans la composition du milieu de culture. Ce sont surtout des vitamines hydrosolubles : l’acide nicotinique (niacine) et le nicotinamide (vitamine PP), la thiamine (vitamine B1), la riboflavine (vitamine B2), l’acide pantothénique, la pyridoxine (vitamine B6), la biotine (vitamine H), la cobalamine (vitamine B12), l’acide folique et l’acide ascorbique (vitamine C). Ces vitamines interviennent en tant que coenzymes ou dans la composition des coenzymes. La vitamine C est également une substance antioxydante18. Certains auteurs ont montré que les concentrations de certaines vitamines dans les milieux classiques pouvaient être insuffisantes et conduire à la limitation de la croissance cellulaire58. De plus, la concentration d’une vitamine dans un milieu de culture est susceptible de modifier la vitesse de croissance cellulaire ainsi que la productivité59. IV.1.7 Eléments minéraux En fonction de leur nature, les ions inorganiques peuvent intervenir dans le maintien du pH et l’osmolarité du milieu, le transport de molécules à travers les membranes et comme cofacteurs enzymatiques. Ces ions sont notamment le calcium, -31- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales le magnésium, le phosphate, le potassium et le sodium. Les ions métalliques (Fer, Magnésium, Cuivre, Zinc...) sont apportés à l’état de traces par le milieu de culture, car ils sont essentiels à la croissance cellulaire, participent au site actif de certaines enzymes et interviennent dans les réactions de la chaîne respiratoire18. En exemple, un milieu de culture carencé en fer, induit la diminution l’expression de plusieurs protéines du complexe I de la chaîne respiratoire60. IV.1.8 Oxygène L’oxygène dissous (O2) est un élément primordial pour la croissance des cellules animales. En effet sa consommation spécifique est généralement comprise entre 0,05 et 0,5 mmol de O2. h-1.10-9 cellules61. En bioréacteur, la surface de contact entre l’air et le ciel est trop faible pour assurer des échanges suffisants à l’interface air-liquide2. C’est pourquoi, l’oxygène est apporté directement par bullage dans le milieu de culture. Cet apport d'oxygène peut être complémentaire d'une aération par diffusion à la surface du milieu. La concentration en oxygène dissous est généralement contrôlée entre 25 et 50 % de la saturation en air à l’aide d’une électrode ampérométrique de Clark2. Lorsque les pressions partielles en oxygène sont faibles, la respiration cellulaire peut être compromise. Si la est trop élevée, les cellules en état de stress oxydant produisent des espèces oxygénées hyper- réactives et toxiques pour les cellules, et un effet négatif a parfois été rapporté sur la qualité de glycosylation de la protéine produite2. IV.1.9 Dioxyde de carbone Le dioxyde de carbone (CO2) est un coproduit majeur du métabolisme cellulaire. Alors que dans les systèmes de petit volume il est rapidement éliminé à l’interface gaz-liquide, dans les réacteurs de plus gros volume il peut s’accumuler à des niveaux proches de 200 mm Hg, éloignés des valeurs physiologiques de l’ordre de -32- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales 50 à 70 mmHg à 37 °C. Ces niveaux élevés induisent une inhibition de la croissance cellulaire, et parfois, une réduction de la production de la protéine d’intérêt, avec modification de sa qualité de glycosylation. Ce phénomène n’étant observable qu’à grande échelle, peu de données quantitatives sont disponibles dans la littérature. La mesure en ligne du CO2 est assurée à l’aide de capteurs basés sur une combinaison, soit entre une membrane perméable au gaz et une électrode pH, soit entre un colorant sensible au pH et une fibre optique2. -33- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales IV.2. Paramètres physico-chimiques Les paramètres physico-chimiques tels que la température, le pH, et l’osmolarité, peuvent affecter la survie des cellules cultivées, leur capacité à réaliser des modifications post-traductionnelles. C’est pourquoi, il est nécessaire d’avoir une bonne connaissance de ces effets au cours d’une culture donnée, et de contrôler la qualité du produit à chaque étape de développement du procédé de production. IV.2.1 Température La température optimale de croissance est de 37 °C pour les cellules de mammifères et de 27 °C pour les cellules d’insectes. Ce paramètre doit être rigoureusement contrôlé dans le bioréacteur (avec un écart de 0,5 °C)2,62. Cependant, il a été observé qu’une diminution modérée de la température (entre 30 et 35 °C), bien qu’elle provoque un ralentissement de la croissance cellulaire63, permet de prolonger la viabilité des cellules, et surtout de stimuler de façon non négligeable la vitesse spécifique de production de la molécule d’intérêt. Cet effet intéressant peut être utilisé pour mettre en place une stratégie de conduite du procédé en deux phases. La première phase de croissance cellulaire à 37 °C conduit alors à une concentration cellulaire maximale, tandis que la seconde phase permet, par une diminution brutale de la température, de stimuler la production2. A des températures trop éloignées de la température optimale de croissance, les cellules génèrent des protéines de choc thermique dont le rôle est d’adapter la cellule à une élévation ou diminution de température 64. Certaines protéines de choc thermique sont excrétées dans le milieu réactionnel 65 , rendant ainsi les étapes de séparation successives plus difficiles. Ces protéines de choc thermique sont aussi reliées à des mécanismes cellulaires de régulation qui impacte directement la production de protéine, le cycle cellulaire… -34- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales IV.2.2 pH Les cellules animales ne tolèrent que de faibles variations de pH et doivent ainsi être cultivées dans un milieu dont le pH reste compris entre 6,5 et 7,8 selon les 2,18 cellules, la valeur optimale se situant généralement autour de 7,3. Le milieu de culture est tamponné par du bicarbonate de sodium. Un écart à la valeur optimale, même de l’ordre de 0,1 unité, provoque le ralentissement de la croissance, l’accélération de la mort et la modification du métabolisme2. Le lactate produit par le métabolisme des cellules provoque l’acidification du milieu. Par ailleurs, à pH trop élevé, le métabolisme cellulaire évolue avec une élévation du rendement lactate produit par rapport au glucose consommé2. La production spécifique de protéine recombinante peut être améliorée à pH plus faible, tandis qu’une variation de pH peut induire différentes glycoformes de la protéine2. IV.2.3 Osmolalité L’osmolalité optimale pour la culture de cellules animale est de l’ordre de 300 mOsm. kg-1, celle-ci est maintenue par la présence de sels dans le milieu 66. Cependant, l’ajout ponctuel de solutions nutritives concentrées ou de base pour contrôler le pH est susceptible d’augmenter cette osmolalité. En cas d’hyperosmolalité (jusqu’à 400 mOsm. kg–1), un ralentissement de la vitesse spécifique de croissance cellulaire est observé 67, alors que la vitesse spécifique de production est généralement augmentée 68. Comme pour la température, cet effet antagoniste peut être utilisé pour une conduite du procédé en deux phases, l’une pour la croissance cellulaire à osmolalité normale, suivie d’une phase de production stimulée par une augmentation artificielle de l’osmolalité du milieu en fin de culture2. Il est donc indispensable de connaître les besoins nutritifs et énergétiques de la cellule et de contrôler les paramètres physico-chimiques pour réaliser la culture de -35- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Culture de cellules animales cellules animales dans les conditions optimales. De nombreuses stratégies de production font intervenir une culture cellulaire composée d’une phase de croissance cellulaire et d’une phase de production stimulée. Les procédés de culture cellulaire font intervenir des technologies qui doivent assurer l’homogénéité du mélange, maintenir la température et le pH dans des gammes optimales et garantir un niveau d’oxygène suffisant pour la croissance cellulaire tout en préservant l’intégrité des cellules. En plus de la composition du milieu et des facteurs physico-chimiques, des paramètres opératoires, tel que le mode d’alimentation en substrats, doivent être pris en compte. Par conséquent, en plus des compétences en biologie, des compétences en ingénierie des procédés sont requises pour la mise en place d’un procédé de culture de cellules animales. -36- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Ingénierie et culture cellulaire Ingénierie et culture cellulaire I. Systèmes de culture Les bioréacteurs permettent de cultiver les cellules dans un environnement contrôlé en température, pH, en oxygène dissous. Il existe une large gamme d’échelle de bioréacteurs pouvant aller de 1 mL à 25000 L. Les systèmes à petite échelle sont utilisés pour le développement et l’optimisation des procédés 69,70. Par contre, les volumes des bioréacteurs utilisés pour la production industrielle de protéines recombinantes se situent généralement entre 2000 et 25000 L 71. Entre ces deux échelles, des bioréacteurs pilotes sont utilisés pour la montée en échelle du procédé, la propagation des cellules et la fabrication de doses pour effectuer des études cliniques. Les rendements de production industrielle en protéines recombinantes sont de l’ordre de 1 à 5 grammes par litre de culture, mais certaines entreprises atteignent des concentrations entre 10 à 13 g/L3,72. Déterminer des conditions permettant, à la fois, un transfert de matière suffisant, et des contraintes hydrodynamiques non délétères pour les cellules constitue une des difficultés majeures d’un système de production à grande échelle73. I.1. Technologies de bioréacteur agité Etant donné l’importance des volumes des réacteurs utilisés industriellement (entre 5 et 25 m3) il est nécessaire de tenir compte des aspects liés au mélange et à l’hydrodynamique9, 74 , 75. Deux types de technologies de réacteurs agités sont couramment utilisées pour réaliser des cultures de cellules animales: le réacteur parfaitement agité et le réacteur de type « air lift » dans lequel l’agitation est réalisée par un flux montant de bulles d’air. Grâce à l’utilisation de microporteurs, -37- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Ingénierie et culture cellulaire conventionnels ou macroporeux, les cellules adhérentes peuvent également être cultivées dans ces systèmes. air Figure 2 Technologies de bioréacteurs de culture de cellules animales: la cuve agitée (à gauche), le réacteur air lift (à droite)18. I.1.1 Cuve agitée Au niveau industriel, les cuves agitées en inox avec un axe rotatif, utilisées depuis les années 60 pour la culture de cellules en suspension, restent très largement répandues76,77. Leur relative homogénéité facilite le suivi et le contrôle des différents paramètres opératoires. L’agitation, généralement réalisée grâce à un rotor axial, muni de pales, a pour fonctions principales le maintien des cellules en suspension, la dispersion du gaz et l’homogénéisation du milieu de culture. En fonction du mobile d’agitation utilisé (type, nombre, position sur l’axe), différents écoulements peuvent être générés. Différents modes d’aération peuvent également être employés. A petite échelle, l’utilisation d’un diffuseur permettant l’injection d’air ou d’oxygène au cœur de la culture est courante mais peut être responsable de dommages cellulaires. Une technique moins endommageante pour les cellules dites « fragiles » consiste en une aération de surface réalisée au balayage du ciel du réacteur avec de l’air ou de -38- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Ingénierie et culture cellulaire l’oxygène. Cependant, cette méthode ne permet pas d’alimenter de manière suffisante des cultures avec des densités cellulaires élevées telles que celles habituellement atteintes lors des cultures industrielles. En plus de l'aération surfacique, l’utilisation d’une canne ou d’un anneau d’aération plongeant dans le milieu de culture et générant de grosses bulles permet de réduire les dommages cellulaires78. I.1.2 Air lift Dans ce type de réacteur, l’agitation et l’aération sont réalisées simultanément à l’aide d’un flux montant de bulles d’air79 au sein de cuves ayant un faible rapport diamètre/hauteur. Ainsi, tout en induisant des contraintes mécaniques faibles et bien réparties, ce système assure un bon transfert d’oxygène18. A l'échelle du laboratoire, ce type de réacteur a été utilisé avec succès pour des cultures en suspension de cellules BHK, de cellules lymphoblastiques humaines, de cellules CHO, d’hybridomes et de cellules d’insectes18. Il reste néanmoins beaucoup moins fréquent que le réacteur mécaniquement agité 80. Bien que ces systèmes permettent un bon rendement de production, ils sont moins adaptés pour la culture à grande échelle77. Le terme gazosiphon est aussi utilisé pour décrire ce type de réacteur. I.1.3 Réacteurs à usage unique Depuis le début des années 2000, on observe un essor remarquable des bioréacteurs à usage unique pour la culture de cellules à grande échelle. Ainsi, de nombreux fournisseurs proposent désormais des systèmes allant jusqu’à des volumes de plusieurs mètres cubes. Leur principe de base est l’utilisation d’une poche en plastique stérile et à usage unique81, muni de ports de connexion pour l’alimentation en milieu, les prélèvements, la récolte des produits et la mesure in situ des paramètres opératoires. La chambre de culture stérile conçue en matériel polymérique doit être approuvée par la FDA ou l’EMA82. Les avantages de ces nouveaux systèmes jetables -39- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Ingénierie et culture cellulaire sont : une utilisation plus facile et une élimination des séquences de stérilisation et de nettoyage. Parmi ces systèmes, on peut différencier les réacteurs à sacs simples (Figure 3) et les réacteurs à sacs couplés à la cuve en inox (Figure 4)2,18. Pour les premiers, la poche est placée sur une table d’agitation à mouvements bi- ou tridimensionnel. L'investissement est faible car ces systèmes sont peu onéreux. Pour les seconds, la poche est placée dans une cuve en inox qui assure les connexions vers le moteur d’agitation, l’entrée des fluides et les sorties pour la récolte des produits83. Cette poche intègre généralement un agitateur (pendulaire ou excentré) ainsi qu’un distributeur de gaz poreux ou à orifices. Le pilotage du système complet est similaire à celui d’un réacteur « tout inox ». En ce sens, ils représentent une solution très intéressante pour des productions à petite et moyenne échelles. Néanmoins, ils possèdent les désavantages d’être moins faciles à extrapoler que les bioréacteurs standards, de créer une dépendance vis-à-vis des fournisseurs et d’être moins flexibles en termes de modes de culture et de conditions opératoires2. Ces systèmes sont également très peu référencés dans la littérature et peu de données quantitatives de transfert de matière sont disponibles. Enfin, la question de l’interaction entre le matériau du sac jetable et les cellules, liée en particulier au relargage potentiel de molécules, reste posée2 (Tableau 5). -40- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Ingénierie et culture cellulaire Exemples Caractéristiques Bioréacteur 100 mL à 500 L (Wave Biotech) système à bascule générant un mouvement oscillatoire pour assurer le mélange et l’aération Bioréacteur jetable 2 à 50 L airlift aération par le diffuseur (CellexusBiosystems) possibilité d’augmenter les transferts en augmentant la pression en tête du réacteur Figure 3 Exemples de réacteurs jetables à sacs simples2. Exemples Caractéristiques Bioréacteur Dimensions: Nucleo-100084 250 à 1200 L Vitesse d’agitation: 20 à 110 rpm Bioréacteur Dimensions: XDR 200085 400 à 2000 L Vitesse d’agitation: 0 à 350 rpm Figure 4 Exemples de réacteurs jetables à sacs couplés avec une cuve en inox2. -41- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Ingénierie et culture cellulaire Tableau 5 Avantages et inconvénients respectifs des technologies à usage unique et « Inox »2. Usage unique « Inox » Caractéristiques Avantages Inconvénients Avantages Inconvénients Coût élevé des sacs de Important à grande taille (>1 m3) Rentabilité attendue à Investissement Faible l’acquisition du Dépendance vis-à-vis long terme matériel du fournisseur Absence de nettoyage Expérience des Personnel dédié aux Étapes de validation utilisateurs et des procédures de Maintenance - allégées fournisseurs validation et de nettoyage Peu de données dans la littérature Nombreuses données À réaliser avant Dimensionnement Solutions «clé en main» Systèmes spécifiques et dans la littérature issues validation finale du et optimisation multiplicité de l’offre du génie chimique et du procédé commerciale génie fermentaire Nombreuses données Aisée tant que la disponibles dans la technologie à usage Limitée en taille littérature Extrapolation - unique est conservée (2 000 L actuellement) Taille maximale actuellement, ~ 20 m3, en théorie illimitée Faible dans les Similaire aux cuves systèmes mélangés sur Transfert d’oxygène Inox dans les systèmes table orbitale (WAVE) suffisant pour assurer Transfert de cuve + sac avec Difficulté de concevoir des cultures à hautes - matière agitateur pendulaire ou des agitateurs en densités cellulaires à orbital plastique fiables à toute échelle grande échelle Faible, il faut parfois Présence d'une Transfert de utilisé un incubateur enveloppe permettant - - chaleur pour maintenir la de réguler la température température Nécessite un nettoyage Nettoyage et et une stérilisation en Pas de nettoyage - - stérilisation place Utilisation d’eau ultrapure L'historique et le Doute vis-à-vis du Qualité du produit nombre de validations Qualité/Relargage relargage potentiel de identique déjà opérées sur l'inox - de molécule molécules du sac sont en faveur du non relargage Changement de Matériel en place sur Flexibilité - - matériel rapide une très longue période -42- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Ingénierie et culture cellulaire I.2. Modes d’alimentation Les principaux problèmes liés à la culture de cellules animales à grande échelle ont été la maîtrise du procédé, l’accumulation de métabolites toxiques et l’oxygénation. Les modes de culture en bioréacteur de cellules animales sont présentées ici. Figure 5 Différents modes d’alimentation utilisés pour la production d’anticorps monoclonaux à grande échelle en cuves agitées3,86. I.2.1 Mode discontinu Ce mode de culture est réalisé en réacteur fermé, c’est-à-dire, qu’à l’exception des prélèvements d’échantillons et des régulations de pH et d’oxygène, aucun milieu n’est ajouté ou soutiré, les nutriments sont consommés par les cellules tandis que les métabolites s’accumulent dans le milieu. En mode discontinu (batch), la croissance cellulaire est donc limitée par l’épuisement des nutriments et le procédé dure de 3 à 7 jours3. En fin de croissance, le réacteur peut être vidé à 90%, et les cellules restantes réensemencées dans du milieu neuf. Dans ce cas, on parle d’un mode de culture «recharge récolte»18. Ce dernier n'est réalisé que si le procédé est arrêté en pleine phase de croissance car on ne réensemence pas un bioréacteur avec des cellules sénescentes. -43- BROU (CC BY-NC-ND 2.0)  Ingénie