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Cours Développement des organismes végétaux (Cas des Angiospermes) L2- BOP UE BOP1 Biologie évolutive EC2 Biologie des organismes P8 Bonjour à tous Pr Nathalie Leduc Nathalie.Leduc@u...

Cours Développement des organismes végétaux (Cas des Angiospermes) L2- BOP UE BOP1 Biologie évolutive EC2 Biologie des organismes P8 Bonjour à tous Pr Nathalie Leduc [email protected] 1  LE DEVELOPPEMENT DES ANGIOSPERMES Chap. I. Embryogenèse Chap. II. Méristèmes et élaboration du corps de la plante Chap. III. Développement inflorescentiel et floral 5 CM 1h20, 4 h TP 2  Objectifs et attentes 1.Connaitre les grandes étapes du développement d’une Angiosperme de la fécondation à la floraison. 2. Savoir identifier, décrire les structures importantes de ce développement: stades embryonnaires, méristèmes végétatif, floraux et inflorescentiels (Cf TP) 3. Connaitre au travers d’exemples donnés, les principaux mécanismes régulateurs de ce développement 4. Etre capable d’analyser des résultats de recherches scientifiques et de les intégrer dans la compréhension globale du développement des plantes. 3  Chap I. L’EMBRYOGENESE DES ANGIOSPERMES I. LES 3 PHASES DE L’EMBRYOGENESE II. LA PHASE DE MORPHOGENESE A. Développement de l’embryon B. Différenciation des apex C. L’embryogenèse précoce des monocotylédones D. Etablissement de domaines de partition E. Développement du suspenseur F. L’albumen 4  II. LES 3 PHASES DE L ’EMBRYOGENESE 1- PHASE DE MORPHOGENESE sam ram = Phase de différenciation des tissus et organes embryonnaires + Formation de l ’axe de la future plante par différenciation des méristèmes apicaux caulinaires et 5 Radiculaires. Sam: shoot Apical Meristem, Ram: Root apical meristem  sam ram Seuls les méristèmes apicaux sont produits au cours de l’embryogenèse. Les organes des la plante adultes seront produits par ces derniers après la germination: Grande différence avec le monde animal (tous les organes sont produits au cours de l’embryogenèse) 6  sam ram 2-PHASE DE MATURATION Accumulation des substances de réserves dans la graine et les cotylédons de certaines plantes 3-PHASE DE DESHYDRATATION et ARRÊT DE DEVELOPPEMENT. Entrée en dormance. 7  III- LA PHASE DE MORPHOGENESE A. Développement de l ’embryon 1. Rappels Sac embryonnaire: Mégagamétophyte constitué de 8 noyaux haploïdes répartis en 7 cellules: - oosphère = gamète femelle FECONDE - Cellule centrale à 2 noyaux NUCELLE - 2 synergides ANTIPODES FECONDATION - 3 antipodes OVULE SAC EMBRYONNAIRE 8  Exemple du maïs ZONE MICROPYLAIRE OVULE DE MAÏS ISOLE 9  NUCELLE (2n, tissu maternel) SYNERGIDES OOSPHERE CELLULE CENTRALE Sac embryonnaire isolé de maïs 10  2. La DOUBLE FECONDATION Une caractéristique des Angiospermes 2 gamètes mâles 2 noyaux de la cellule centrale Sac embryonnaire Synergide Oosphère Nucelle Tube pollinique 2 téguments de l’ovule Micropyle 11 Chez le maïs Synergide dégénérée Oosphère fécondée Cellule centrale fécondée 12 SAC EMBRYONNAIRE FECONDE DE MAIS Des difficultés à étudier les évènements précoces de l’embryogenèse chez les végétaux: Ovaire Ovule Sac Oosphère embryonnaire 13 LA FECONDATION IN VITRO: UN OUTIL PRECIEUX synergides oosphère GAMETE FEMELLE DE MAIS ISOLE 14 2 gamètes mâles Matériel cytoplasmique GAMETES MÂLES ISOLES DE MAÏS 15 FECONDATION IN VITRO 16  FUSION DES NOYAUX IN VITRO oosphère Noyau mâle Noyau femelle Noyau mâle Noyau de l ’oosphère 17  FECONDATION IN VITRO 2 NUCLEOLES IN SITU IN VITRO FIN FUSION DES GAMETES: Zygotes 18  3. Changement de polarité du zygote Fécondation s’accompagne d’un changement de polarité du noyau de l’oosphère et d’une redistribution du matériel cytoplasmique Migration du noyau vers le pole chalazien Position du noyau de l’oosphère avant fécondation 19 4. Clivage du zygote ZYGOTE EST UNE CELLULE POLARISEE Sa division est fréquemment asymétrique Séparation des chromatides soeurs Division d ’un zygote isolé Mise en place de la paroi 20 Développement embryonnaire d’une dicotylédone 21  5. Stade 2 cellules Donnera l’embryon vrai qui produira Les cotylédons L’apex caulinaire L’hypocotyle Une partie de l’apex radiculaire Cellule apicale L’autre partie de l’apex radiculaire Le suspenseur Cellule basale 22  Division asymétrique du zygote: Rôle des gènes WOX Gènes WOX (Wuschel-related homeobox genes): Codent pour des facteurs de transcription à Homéodomaine du type WUSCHEL. Zygote = cellule polarisée Les protéines WOX2 et WOX8 produites par le zygote migreraient différentiellement vers les pôles de la cellule. Leurs accumulations dans les cellules-filles du zygote contribueraient ensuite à leur 23 spécialisation (A Ten Hove et Heidstra, Curr Opinion in Plant Bio, 11:34-41, 2008) Rôle du gène YODA dans la différenciation du suspenseur 1: expression de YDA dans le zygote Nécessaire à son élongation: Mutant yda produit une cellule basale de petite taille, qui se divise selon des plans aléatoires. Pas de suspenseur produit. YDA 2. Faible expression de YDA dans la cellule apicale permet le développement en embryon vrai. Forte expression dans la cellule basale permet l’élongation cellulaire, les divisions transversales de la cellule basale Et de ses cellules filles: Formation du suspenseur YDA YDA 2 1 Expression différentielle du gène YDA promeut le développement du suspenseur à partir de la cellule basale (Jenik et al. (2007) Annu Rev Cell Dev Biol 23: 207-236) 24  Rôle de l’auxine dans le développement embryonnaire PIN: Facilitateur d’efflux de l’auxine PIN7 PIN1 Flux d’auxine PIN7 Avant le stade globulaire: transport acropète de l’auxine. Facilitateur d’efflux PIN7 sur membrane apicale des cellules du suspenseur: Auxine nécessaire à la formation de l’embryon-vrai à partir de la cellule apicale. (Jenik et al. (2007) Annu Rev Cell Dev Biol 23: 207-236) 25  6. Stade octant 4 types cellulaires: Cellules embryonnaires supérieures, cellules embryonnaires inférieures à ligne O’, hypophyse, autres cellules du suspenseur. Diffèrent par leurs positions et leurs profils de transcription. O’ hypophyse Stade octant 26  Au stade octant: 2 domaines de développement sont déjà définis Stade octant Par leurs positions, au stade octant, les cellules qui donneront la partie apicale de la plantule (en vert clair), et celles qui donneront l’essentiel de la partie basale (orangé) sont déjà définies: l’organisation apicale-basale de l’embryon et de la future plante est déjà en place. 27  Zone apicale Organisation Organisation Apicale- Apicale- Basale Basale Zone centrale de l’embryon de la plante Zone basale ORGANISATION APICALE-BASALE 28  Les gènes WOX jouent un rôle essentiel dans la mise en place de l’organisation apicale-basale de l’embryon Expression différentielle de gènes au cours de l’embryogenèse précoce (Jenik et al. (2007) Annu Rev Cell Dev Biol 23: 207-236 29  7.Stade globulaire Symétrie radiale Embryon d’Arabidopsis thaliana au stade globulaire, en place dans l’ovule fécondé. 30  Des Divisions périclines Protoderme = Précurseur de l ’épiderme Division asymétrique de l’hypophyse donnant la cellule- mère du Centre quiescent de la radicule Et des initiales de la coiffe racinaire. 31 Capron et al., 2009. The Arabidopsis book. 32  Formation du protoderme au stade globulaire Expression du gène AML1 au stade globulaire et coeur L’expression des gènes ATML1, PDF1, 2 est restreinte aux cellules externes de l’embryon au stade globulaire, et contribue à la formation du protoderme 33  Différenciation des tissus internes de l'embryon au stade globulaire G = futur cortex et endoderme E = futur épiderme V= futurs tissus vasculaires (stèle) Divisions cellulaires produisent 3 couches concentriques Au sein de la partie inférieure de l'embryon. 34  Rôle de l’auxine dans la différenciation des tissus internes: Stade globulaire Au stade globulaire, la localisation du facilitateur d’efflux d’auxine PIN1 sur les membranes basales des cellules internes de l’embryon est associée à la réorientation du flux d’auxine vers le bas: Cette réorientation contribue à la formation des cellules-mère du cylindre central PIN 7 PIN 1 Flux d’auxine 35 (Jenik et al. (2007) Annu Rev Cell Dev Biol 23: 207-236) 8.Stade Fin globulaire à coeur Etablissement d’une symétrie bilatérale 36 2 lobes cotylédonnaires 37  Rôle de l’auxine dans la formation des cotylédons: Stade coeur Au stade fin globulaire à cœur, PIN1 est distribué dans les cellules épidermiques de la partie apicale de l’embryon ce qui contribue à l’afflux d’auxine vers les zones où se différencieront les cotylédons. PIN 7 PIN 1 Flux d’auxine 38 (Jenik et al. (2007) Annu Rev Cell Dev Biol 23: 207-236) 9.Stade pince … 10. Stade canne 39  Stades embryonnaires d’Arabidopsis thaliana, dicotylédone 2 cellules Octant Globulaire Cœur précoce 40 Coeur Cœur tardif Pince Canne Fer à cheval 11. Stade fer à cheval La différenciation complète des tissus vasculaires (xylème, Phloème) et du procambium s'achèvera après la germination 41  Chap I. L’EMBRYOGENESE DES ANGIOSPERMES I. LES PHASES DE L’EMBRYOGENESE II. LA PHASE DE MORPHOGENESE A. Développement de l’embryon B. Différenciation des apex au cours de l’embryogenèse C. L’embryogenèse précoce des monocotylédones D. Etablissement de domaines de partition au cours de l’embryogenèse E. Développement du suspenseur F. L’albumen 42 B. Différenciation des apex au cours de l ’embryogenèse 1. Apex caulinaire Entièrement issu de la cellule apicale de l’embryon à 2 cellules Stade octant Stade coeur Après la germination sm = sam =shoot apical meristem ou méristème apical caulinaire 43 Au stade 16-cellules (embryon globulaire), expression différentielle du gène WUS dans les 4 cellules internes de la partie supérieure de l’embryon-vrai WUS Gène Wuschel (WUS): participe à la formation du méristème apical caulinaire (SAM) au cours de l’embryogenèse Puis régulera au sein du SAM de la plante adulte, le nombre de cellules-mères le Stade coeur composant. Stade torpille 44 Les cellules initiales du méristème apical caulinaire sont visibles dès le stade globulaire Epiphyse Division lente de l ’épiphyse / pôles cotylédonnaires 45  2. Apex radiculaire 2 origines: Issu à la fois de la cellule apicale (ac) et de la cellule basale (bc) de l’embryon à 2 cellules (hypocotyle) (root = racine primaire) Apex radiculaire Après la germination Procambium, moelle et une partie des initiales du méristème racinaire sont issus de cellule apicale (ac). Hypophyse (hy) cellule supérieure du suspenseur et dérivée de la cellule basale (bc) produit la coiffe (crc), et le centre quiescent (qc) qui renfermera les initiales racinaires 2 lignées cellulaires forment donc le méristème racinaire 46  Division asymétrique de l’hypophyse au stade globulaire hypophyse 2 1 3 1 2 3 1. Sous l’action de l’auxine, expression de WOX5 caractérisant l’hypophyse 2. Division asymétrique de l’hypophyse, sous l’effet d’un facteur intrinsèque (?) 3. Accumulation de WOX5 dans la cellule apicale lenticulaire (en rouge), précurseur du centre quiescent (QC) de la radicule. 47  Chap I. L’EMBRYOGENESE DES ANGIOSPERMES I. LES PHASES DE L’EMBRYOGENESE II. LA PHASE DE MORPHOGENESE A. Développement de l’embryon B. Différenciation des apex au cours de l’embryogenèse C. L’embryogenèse précoce des monocotylédones D. Etablissement de domaines de partition au cours de l’embryogenèse E. Développement du suspenseur F. L’albumen 48  C. L ’embryogenèse précoce des monotylédones Descendantes de Cellule basale la cellule apicale Formant l’embryon-vrai Suspenseur Méristème apicale caulinaire Méristème apical Suspenseur radiculaire Chez le maïs 49 disparu dans graine mature  CARYOPSE MATURE DE MAIS albumen Scutellum= le cotylédon coléoptile Méristème apical caulinaire Méristème apical radiculaire coléorhize 50  Chap I. L’EMBRYOGENESE DES ANGIOSPERMES I. LES PHASES DE L’EMBRYOGENESE II. LA PHASE DE MORPHOGENESE A. Développement de l’embryon B. Différenciation des apex au cours de l’embryogenèse C. L’embryogenèse précoce des monocotylédones D. Etablissement de domaines de partition au cours de l’embryogenèse E. Développement du suspenseur F. L’albumen 51 Au cours de l’embryogenèse, des différences qualitatives dans le transcriptome sont constatées 52 53  RECHERCHE DE GENES DETERMINANTS DE L ’EMBRYOGENESE Mutagenèse Graines d ’Arabidopsis RECHERCHE DE MUTANTS DE L ’EMBRYOGENESE PRECOCE DANS LA DESCENDANCE 54  (+) 2 types de Mutants obtenus: Délétions apicale-basales: Cortex externe Délétions radiales: Endoderme Perte de la zonation Cortex externe-endoderme 55  PHENOTYPES DES MUTANTS DE L’ORGANISATION APICALE-BASALE gurke Sauvage fackel Zone apicale Zone centrale monopteros Zone basale gnom 56  PHENOTYPES DES MUTANTS DE L’ORGANISATION RADIALE Sauvage Mutants Cortex externe Endoderme Knolle Keulle 57 MISE EN PLACE DE L ’ORGANISATION RADIALE Visible dès le stade globulaire précoce avec la formation du protoderme 58 L’organisation radiale se met en place par le jeu de divisions périclines donnant de nouvelles couches tissulaires Division péricline 2 couches cellulaires 59 Et de divisions anticlines: augmentent le nombre de cellules dans une couche donnée Division anticline Plus grand nombre de cellules dans la couche cellulaire 60  MISE EN PLACE DE L ’ORGANISATION RADIALE Nouvelles couches de tissus formées de l ’extérieur vers l ’intérieur péricycle Cortex externe épiderme cortex Tissus conducteurs Endoderme Globulaire Globulaire (D) Cœur (F) Torpille (H) précoce 61  Du fait de l’existence de mutants dans l’organisation apicale-basale ou dans l’organisation radiale: L ’organisation de l ’embryon mature et de la jeune plante peut être vue comme la superposition: d ’une organisation apicale-basale (zones apicale, centrale, basale) + Une organisation radiale perpendiculaire (différentes couches tissulaires) 62 Chacune de ces organisations se met en place indépendamment l’une de l’autre, au cours de l’embryogenèse Mutant fackel Cortex externe Endoderme Stade Torpille Organisation apicale-basale anormale Organisation radiale normale 63  La mise en place de l’organisation apicale-basale débute tôt: dès la division asymétrique du zygote: Mutant gnom: 1ère Division anormale Zygote sauvage en division donnant un embryon formé uniquement asymétrique de la partie centrale Emb.vrai suspenseur Ni cotylédons, ni S.A.M, ni racine, ni R.A.M (root apical meristem) Disposition apicale- Basale normale 64  Gène gnom participe au bon positionnement des transporteurs d’efflux PIN sur les membranes au cours de l’embryogenèse En rouge: Défauts majeurs de développements Mutant mp Mutant gn Phénotypes de mutants de l’auxine (mutants de synthèse, transports, perception, réponse) Défauts majeurs dans le développement dont dans la mise en place de l’organisation 65 apicale-basale: cas des mutants gnom (gn), monopteros (mp).  La mise en place des organisations apicale-basale et radiale nécessitent une communication cellulaire entre les zones: cotylédon Zone apicale Zone centrale Zone basale Exemple: les cotylédons sont issus des régions apicale (vert) et centrale (orange clair) Mutant gurke = Mutant de la zone apicale : pourtant pas de production de zone cotylédonnaire issue de la zone centrale 66  La mise en place de l’organisation apicale-basale nécessite une communication cellulaire entre les zones: Zone apicale Zone centrale Zone basale Cotylédons issus des régions apicale (vert) et centrale (orange clair) Mutant gurke = Mutant de la zone apicale :pourtant pas de cotylédon Communication cellulaire nécessaire. 67 9 gènes spécifiques de la mise en place des organisations apicale-basale et radiale ont été identifiés: Ils codent pour des facteurs de transcription Gène keule, knolle... Facteur de transcription (protéines) Régulation Gènes impliqués dans la différenciation des cellules embryonnaires en les différents tissus et organes de l’embryon 68 Lorsque ces organisations sont en place, la prolifération cellulaire et les changements de formes des cellules permettent la mise en place de l ’organisation type de l ’embryon mature. 69  Chap I. L’EMBRYOGENESE DES ANGIOSPERMES I. LES PHASES DE L’EMBRYOGENESE II. LA PHASE DE MORPHOGENESE A. Développement de l’embryon B. Différenciation des apex au cours de l’embryogenèse C. L’embryogenèse précoce des monocotylédones D. Etablissement de domaines de partition au cours de l’embryogenèse E. Développement du suspenseur F. L’albumen 70  E. Développement du suspenseur 1. Origine Absent parfois Suspenseur Cellule basale 71  2. Morphologie Formes variables 1 à > 100 cellules 72  3. Caractéristiques cellulaires Sont différentes de l’embryon-vrai : Cellules à chromosomes polytènes, polyploïdes ou multinuclées Réticulum endoplasmique lisse abondant: Synthèse de gibbérellines ? Prolongements cellulaires vers l’albumen et le nucelle * Nombreuses excroissances des parois, typiques de cellules de transfert Invagination de la paroi Cellule de suspenseur d’Orchidée (Lee et al., 2006) Ancrage du suspenseur dans les tissus maternels et échanges nombreux 73  * Nombreux plasmodesmes entre cellules du suspenseur, et l’embryon: GFP mobile de grande taille migrant des cellules basales du suspenseur jusqu’à l’embryon-vrai via les plasmodesmes (Stadler et al., 2005) Stade globulaire Rôle actif du suspenseur dans synthèse et transport de nutriments et régulateurs de croissance, des tissus maternels vers l’embryon 74 Suspenseurs à noyaux polyploïdes sont actifs pour transcription et synthèse d’acides nucléiques et protéines D’autres sont très vacuolisés, moins actifs pour synthèse Stimule le développement embryonnaire essentiellement par transport (sucres, molécules-signal, hormones, azote organique (aa, peptides) et inorganique (nitrate) Fonctionnement du suspenseur cesserait tôt au cours de l’embryogenèse (stade cœur) Perte de la connexion symplastique au stade cœur coïncidant avec la spécification de l’hypophyse (Stadler et al., 2005) Stade coeur 75 Il dégénère par des processus de mort cellulaire programmée 76 et disparaît dans la graine mature  5. Potentiel de développement du suspenseur Irradiation x Développement important du suspenseur 77 L ’embryon semble inhiber le développement du suspenseur  Schwartz et al., 1994) (+) Mutant sus Production d’un 2ème embryon-vrai à partir de cellules suspensoriales Le suspenseur a un développement embryonnaire potentiel qui est inhibé par le gène SUS exprimé dans le suspenseur chez le sauvage. 78  Développement excessif du suspenseur: divisions surnuméraires, développement embryonnaire (+) ARFinhibés Récemment, il a été démontré que chez le sauvage, des facteurs sensibles aux auxines (Auxin-Response Factors, ARFs) agissaient au sein du suspenseur pour inhiber son développement et son potentiel embryonnaire ( Lab. D.Weijers) 79  Chap I. L’EMBRYOGENESE DES ANGIOSPERMES I. LES PHASES DE L’EMBRYOGENESE II. LA PHASE DE MORPHOGENESE A. Développement de l’embryon B. Différenciation des apex au cours de l’embryogenèse C. L’embryogenèse précoce des monocotylédones D. Etablissement de domaines de partition au cours de l’embryogenèse E. Développement du suspenseur F. L’albumen 80  F. L ’ALBUMEN Noyau 3n 1. Origine Albumen = Embryon-nourricier 81 L’embryon se développe au sein de l’albumen avec lequel il réalise des échanges. Albumen Martin Bayer, Marx Planck Institute Martin Bayer, Marx Planck Institute Embryon d’Arabidopsis thaliana Embryon d’Arabidopsis thaliana stade 2 cellules (1 semaine JAP) stade pince (1 semaine JAP) 82 2. Développement de l’albumen: 3 types: Type cellulaire Mitose et cytokinèse dès la 1ère division Tomate et espèces voisines Crassulaceae, Bignoniaceae... 83  Type hélobial 1ère division du noyau 3n donne 2 cellules inégales La grande: type nucléaire La petite se divise peu ou pas, formant une cellule multinuclée 84  Type nucléaire Pas de cytokinèse Divisions synchrones des noyaux qui restent libres: Formation d’un syncitium Ou stade coenocytique Type le plus fréquent 85  Albumen à noyaux libres = Syncitium Jusqu’à 512 noyaux Produits en 3 jours (JAP) chez le maïs Les noyaux migrent à la périphérie d’une grande vacuole centrale 86 La division active et rapide des noyaux de la cellule centrale est induite par un signal émanant de l’oosphère fécondée (Nowack et al., 2006). Parallèlement, la division de l’embryon est lente: 8 (maïs) à 24 (millet) cellules d’albumen déjà présentes lors de la première division du zygote La rapidité de division des noyaux de l’albumen est vraisemblablement liée à l’absence de cytokinèse (pas de synthèse de cytoplasme, membrane plasmique ni de paroi). La vitesse de division de l’albumen diminue lors de la phase de cellularisation qui suit. 87 La phase à noyaux libres est ensuite suivie par une cellularisation de l’albumen, de manière centripète jusqu’à complet remplissage de la cavité centrale (3 à 6 DAP chez les céréales) (Day after pollination) Evolution de l’albumen chez le maïs (Sabelli et Larkins, 2009) 88 De nombreuses mitoses contribuent ensuite au grossissement de l’albumen. Elles s’accompagnent d’une forte endoréduplication de l’ADN: DAP= Days after pollination 1C = contenu en ADN d’un gamète Caractéristiques de l’albumen Evolution de l’albumen chez le maïs 89 (Sabelli et Larkins, 2009) Avantages de l’endoreduplication: - Nécessaire pour un fort taux de transcription dans l’albumen - Nécessaire pour permettre l’expansion de l’albumen en l’absence de paroi cellulaire avant sa cellularisation - Nécessaire pour accroître le pool de nucléotides lors de la germination 90 La fin de développement de l’albumen s’accompagne d’une Mort Cellulaire Programmée (PCD: programmed cell death) 91 La Mort Cellulaire Programmée faciliterait l’hydrolyse des réserves de l’albumen et leur absorption par l’embryon lors de la germination. Se traduit par une fragmentation de l’ADN, condensation de la chromatine, destruction de la membrane nucléaire, sous l’action de régulateurs de croissance (éthylène, ABA, GA). La Mort cellulaire programmée est ensuite suivie de la déshydratation des cellules et de leur entrée en dormance. 92 3. DIFFERENCIATION DES CELLULES DE L’ALBUMEN La plus étudiée chez les céréales. Avant la mort cellulaire, 4 types cellulaires se différencient dans l’albumen: * Les cellules de transfert * La couche à aleurone (chez les céréales) * L’albumen amylacé * La région entourant l’embryon (ESR) 93  Albumen amylacé Couche à aleurone Couche à aleurone Albumen amylacé Cellules Cellules de de transfert transfert ESR Caryopse de maïs à 15 jap Ces 4 zones se distinguent par des profils d’expression génique différents (Olsen et al., 1999) 94 -1. Les cellules de transfert: - A la périphérie de l’albumen (coté micropylaire, parfois chalazien (maïs)), en contact avec les tissus vasculaires de l’ovule: transfert de nutriments - Présentent des invaginations de la paroi: Augmente la surface d’échange avec les cellules maternelles (nucelle) facilitant l’absorption rapide de nutriments (saccharose, aa). Probable présence de nombreux transporteurs sur leurs mb plasmiques. - Riches en mitochondries: beaucoup d’énergie nécessaire à la différenciation des cellules de transfert puis au transport de solutés - Se différencient au cours du stade coenocytique de l’albumen cytoplasme Paroi cellulaire Albumen Coté nucelle Cellules de transfert Coloration PAS positive: Invagination de la paroi cellulaire Richesse en carbohydrates 95 Cellules de transfert de maïs  2. Les cellules de la couche à aleurone 1 à plusieurs couches cellulaires périphériques de l’albumen (sauf dans zone des cellules de transfert) Se différencient 6 à 10 JAP avec accumulation de sphérosomes (s) et de corps protéiques = grains d’aleurone, nombreuses petites vacuoles, anthocyanes donnant une couleur orangée albumen aleurone Reste de aleurone albumen nucelle Coupe d’un grain de maïs Coupe d’un grain de blé En Microscopie électronique Sphérosomes (lipides) dans cellule à aleurone (Charlton et al.,961995) Seule couche de cellules vivantes à maturité de l’albumen. Nécessaire à la mobilisation des réserves de l’albumen lors de la Germination: Lors de la germination, sous signal gibbérellique (1) émanant de l’embryon, les cellules à aleurone synthétisent des enzymes protéolytiques et hydrolytiques (2) qui digèreront les parois cellulaires de l’albumen et dégraderont les réserves (amidon, protéines) pour l’absorption en formes simples (sucres, peptides, sels minéraux) par l’embryon (3). 2 GA 3 1 97  3. L’albumen amylacé Situé sous la couche à aleurone. Riche en amyloplastes contenant des grains d’amidon et des corps protéiques contenant des protéines de stockage L’accumulation de ces réserves démarre après la cellularisation de l’albumen CW: paroi cellulaire SG: grain d’amidon Albumen amylacé PB: Corps protéique 98 Albumen amylacé de maïs (Sabelli et Larkins, 2009)  4. Région cellulaire de l’albumen entourant l’embryon ESR = Embryo Surrounding Region A la base de l’embryon Petites cellules, denses en cytoplasmes et riche en RE et Vésicules de Golgi Rôles dans les échanges entre tissus maternels, embryon et albumen ?? 99 Caryopse de maïs à 15 jap  4. BALANCE 3n/2n ALBUMEN-EMBRYON-TISSUS MATERNELS Balance 3n/2n semble essentielle: - au développement de l’albumen: 2n X 4n conduit à un avortement de l’albumen (cellules de transfert ne se différencient pas) Balance optimale liée à une interaction entre génomes nucléaires des gamètes, et non entre génomes des organites cellulaires des gamètes -Empêcher le développement spontané de l’albumen, ou de l’embryon hors fécondation -Empêcher le développement d’un albumen suivant la fusion des 2 gamètes mâles avec les 2 noyaux de la cellule centrale 100  A MATURITE DE LA GRAINE: 2 Cas: Graine albuminée Graine exalbuminée (Maïs, Ricin..) (Pois, haricots..) La totalité de l’albumen est digéré par l’embryon avant germination 101